组培快繁（共11篇）
组培快繁 篇1
高山杜鹃为杜鹃花科杜鹃属灌木类常绿高档花卉植物。植株丰满, 叶大, 花形多种多样, 色泽鲜艳, 具有很高的观赏性和巨大的开发价值, 深受人们的喜爱。
高山杜鹃通常无种子, 主要靠扦插繁殖, 而扦插繁殖受母株材料和繁殖季节的影响, 往往无法满足市场的需要。应用组织培养技术进行高山杜鹃的繁殖, 具有繁殖速度快, 不受季节影响等特点, 对于优良品种的引进和推广具有重大意义。本课题组通过引进高山杜鹃品种, 采用组织培养技术进行种苗快速繁殖研究, 经过三年的试验, 基本上可以实现高山杜鹃种苗的规模化生产。
一、培养条件
培养温度为25℃左右, 每天12~14小时光照, 光照强度为1 500~2 500勒克斯 (Lx) 。
二、培养基的制备
先将植物生长需要的MS大量元素、微量元素和激素配制成母液, 按照所需培养基配方进行培养基的制备, 培养基分装到清洗干净并通过高温烘干的玻璃瓶中, 放入高压灭菌锅灭菌20分钟后, 取出冷却待用。
1. 茎尖诱导分化丛生芽培养基
R ead+ZT1.0 mg/L+N AA 0.1mg/L
2. 增殖培养基
R ead+ZT 0.5mg/L+N AA 0.1mg/L
3. 生根壮苗培养基
1/4 MS+TDZ0.5mg/L+IAA 0.5mg/L+GA31.0mg/L+活性炭1.5g/L
三、培养程序
1. 取材
选取长势良好的高山杜鹃茎尖作为外植体。
2. 接种
外植体在加有适量洗衣粉的水中浸泡10分钟, 再用流水反复冲洗干净, 然后在超净工作台上用70%酒精消毒10秒, 取出用无菌水冲洗2次, 再用0.1%升汞消毒5分钟, 用无菌水冲洗4~5次, 用无菌滤纸吸干表面水分, 将外植体接种在诱导培养基上。
3. 生长分化
60天左右形成丛生芽, 90天后丛生芽生长明显加快。
4. 增殖培养
在无菌条件下将丛生芽分割成直径1cm的小块, 然后接种在增殖培养基上进行继代培养。
5. 生根壮苗培养
将增殖培养基上形成的高2cm的粗壮苗分株, 扦插于生根培养基中培养20天后, 在切口处长出辐射状的不定根。生根阶段, 为了使生根苗生长健壮, 尽快地适应移栽环境, 要适当增加光照强度, 一般控制在3 000~5 000勒克斯 (Lx) , 这样生根多且粗壮, 植株生长均衡, 株型较好。
四、试管苗的移栽及管理
当苗基部诱导出3条左右不定根且根长达到2cm时, 将培养瓶薄膜掀开并移到温室条件下炼苗3天, 再将培养苗从培养瓶中取出, 并洗净根上附着的培养基, 移栽于消毒后的基质穴盘中 (1份珍珠岩+1份泥炭土) 。晴天应视天气情况覆盖遮阳网遮荫, 温度控制在20~25℃, 环境湿度≥85%。当苗有新叶长出, 可适当追施浓度较低的复合肥。一段时间后, 就可将苗移栽上盆, 移栽成活率可达90%以上。
五、质量标准及调控技术
高山杜鹃组培苗质量标准为:苗高5cm, 叶6~8片, 主茎粗0.2~0.3cm, 根3~5条, 根长2cm, 叶色深绿, 叶片肥厚, 无病虫害。对叶片发黄、细弱或无根苗, 应予淘汰。
在高山杜鹃的组织培养过程中发现, 繁殖系数的高低主要取决于培养基中ZT的用量, 培养室温度的高低也起一定的调节作用。繁殖系数随ZT浓度提高而提高, 但ZT浓度过高, 培养的试管苗细弱, 容易形成玻璃苗。本研究中, 为保证高山杜鹃试管苗的质量, 当茎尖培养获得丛生芽后, 以MS+ZT 0.5mg/L+N AA 0.1mg/L的培养基进行增殖培养效果较好。
组培快繁 篇2
连钱草组培快繁技术研究
用连钱草无菌茎尖为外植体进行快速繁殖,分别诱导、分化、生根形成再生植株进行快速繁殖,并移栽成活.结果表明在MS+6-BA 1.5 mg/L+NAA 0.1 mg/L培养基上诱导丛生芽效果最佳.在MS+IBA1.0 mg/l+KT 1.0 mg/L培养基中根的诱导率为100%.
作 者：韩素菊 黎云祥 杨子松 姜天亮 李尤 HAN Su-ju LI Yun-xiang YANG Zi-song JIANG Tian-liang LI You 作者单位：西华师范大学,四川省环境科学与生物多样性保护重点实验室,四川,南充,637002刊 名：广西植物 ISTIC PKU英文刊名：GUANGXI ZHIWU年，卷(期)：26(3)分类号：Q943.1关键词：连钱草 组织培养 快繁 Glechoma longituba tissue culture rapid propagation
蝴蝶兰组培快繁技术研究 篇3
关键词：蝴蝶兰；组织培养；快速繁殖
中图分类号 Q949.71+8.43 文献标识码 A 文章编号 1007-7731（2013）12-23-02
蝴蝶兰（Phalaenopsis amabilis Bl.）是兰科蝴蝶兰属多年生名贵花卉，于1750年发现，现已发现70多个原生种，原产马来西亚等热带地区，大多数产于潮湿的亚洲地区，在中国台湾和泰国、菲律宾、马来西亚、印度尼西亚等地都有分布，其中以台湾出产最多，因花形似蝶而得名。其株型美观、枝叶繁茂，花朵硕大、花色鲜艳，而且花期特别长，一般为2～3个月，最长可达半年，适于家庭摆设或作切花用于花篮、花束等，在热带兰中素有“兰花皇后”的美誉，有较高的观赏和经济价值，深受国内外花卉市场的欢迎。但是，由于蝴蝶兰是单茎性气生兰，植株很少发育侧枝，很难采用常规分株方式进行无性繁殖，其种子也不含胚乳或其他组织，在自然条件下萌发率极低，因此无法利用播种方式进行有性繁殖，而采用组织培养方法进行种苗繁殖是目前蝴蝶兰大规模生产的唯一途径。
近年来，国内外学者对蝴蝶兰的组织培养技术进行了大量研究，蝴蝶兰组织培养诱导原球茎的外植体有茎尖、叶片、花梗腋芽、花梗节间切段等诱导类原球茎，进而诱导分生苗实现快繁。
蝴蝶兰的繁育方法有2种：丛生芽和原球茎增殖。原球茎增殖容易出现变异，采用丛生芽增殖能够很好地保持原有品种的特性，还可利用花梗腋芽、叶片等作为外植体接种在不同培养基上进行离体培养，再利用诱导产生的不定芽的茎尖进行茎尖培养，可得到大量的原球茎状体。由于茎尖作外植体诱导原球茎诱导率高，但损伤母株，而且还会有不同程度的污染率，故利用腋芽萌发的不定芽的幼叶为外植体，虽然诱导率稍低，但大大降低了污染率。
大量研究表明，在蝴蝶兰进行组织培养过程中，选取的外植体不同，原球茎的诱导率也有很大差异，其中幼叶、茎尖、花梗腋芽是蝴蝶兰原球茎诱导的较佳外植体，叶片和根段的诱导效果最差。但是，采用茎尖作外植体会对植株造成损伤，因此蝴蝶兰的组织培养通常以幼叶或花梗腋芽为外植体。蝴蝶兰组织培养采用的基本培养基有MS、1/2MS、VW、B5、KC、花宝及其改良型等。
通过组织培养，在短期内获得大量幼小植株，是经济有效的快速繁殖方法，也是工厂化育苗的重要途径。研究蝴蝶兰快速繁殖的方法、生长发育规律及其综合栽培技术，有利于我国花卉业向高档次、高效益方向发展。
1 材料与方法
1.1 材料 选取白花红心品种健壮无病虫的带节花梗。蝴蝶兰组织培养的外植体有茎尖、茎段、叶片、花梗腋芽、花梗节间、根尖等，各部位均可诱导成功，只是难度高低不一。蝴蝶兰是单茎性热带气生兰，只有1个茎尖，如果直接从开花植株取得茎尖或茎段，造成整株浪费；以叶片或根尖作外植体，材料丰富，但诱导周期长、难度大；用花梗腋芽或花梗节间作外植体，容易诱导，外植体表面灭菌成功率高，是最合适的外植体取样部位。
1.2 方法 取材前2～3周，把母株置于温室内培养，不要喷水。在接种前选择健壮无病的带节花梗剪下，用自来水冲洗干净，将花梗剪成长约2～3cm带腋芽的切段，用无菌吸水纸或纱布吸干水分，带入无菌操作室按无菌操作程序进行灭菌和接种，再用70%的酒精浸30s后，在超净工作台上用0.1%HgCl2溶液消毒8min、12min、16min，无菌水冲洗4～5次，切取带1～2个芽点的花梗接种于MS+BA3的培养基上，可用腋芽萌发为丛生芽。初代培养诱导温度为25～28℃，光照以1 800～2 200lx为宜。20d后统计不同时间处理对外植体污染率及死亡率的影响。
外植体的诱导与继代增殖均以MS为基本培养基，在继代增殖过程中附加不同浓度BA、NAA的激素配比；生根培养设置了1/2MS、1/3MS、1/4MS处理，同时附加香蕉泥100g/L，活性炭1g/L和不同浓度的NAA、IBA。所有培养基均添加蔗糖25g/L或30g/L；琼脂6g/L；pH5.3。培养温度25～27℃；每天光照10～16h；光照强度为1 500lx。
2 结果与分析
2.1 不同消毒时间对无菌体系建立的影响 从表1可以看出，蝴蝶兰外植体随消毒时间的延长，污染率得到了有效的控制，在12～16min内，可将污染率控制在10%～20%，成功率达60%。但同时，外植体死亡率也不断增加，其中16min的死亡率高达60%，而8min的死亡率仅为10%。综上所述，笔者认为，蝴蝶兰外植体以12min的消毒时间最佳。
2.2 花梗腋芽的培养 将消毒好的外植体切成带1～2个芽点的花梗接在启动培养基MS+BA3mg/L+NAA1mg/L+蔗糖30g/L上进行培养。花梗侧芽在此培养基上培养7～10d后腋芽突起膨大，经过15d后腋芽萌发，可达1cm以上的不定芽。
2.3 不同BA浓度对丛生芽增殖的影响 丛生芽的分化与增殖是实现蝴蝶兰工厂化的关键。在一定范围内，不同激素组合可使诱导出来的腋芽分化成丛生芽。在试验过程中笔者观察到NAA的诱导率比IAA、IBA高，BA的诱导率比KT高。从表2可以看出，增殖率随着BA浓度的上升而增加，但是，BA浓度并非越高越好，高浓度的BA会使芽长势细弱。本试验的最佳分化培养基为MS+BA5mg/L+NAA0.1mg/L+蔗糖30g/L。
2.4 不同无机盐的营养对生根的影响 影响蝴蝶兰无根苗生根的重要因素是无机营养元素。本试验比较了1/2MS、1/3MS和1/4MS等处理，结果见表3。无机营养较多的生根率明显高于含量较低的处理；另外，生根壮苗需要较丰富的碳水化合物，因而蔗糖浓度对生根有显著影响，生根率随蔗糖浓度的提高而升高，同时添加香蕉泥提高了培养基总糖含量，从而也可以提高生根率并促进生根苗的生长。本试验的最佳生根培养基为1/2MS+NAA1mg/L+IBA1mg/L+蔗糖25g/L，生根率可达100%。
2.5 试管苗的移栽 当试管苗具有3～4片叶、2～3条粗壮的根时，即可进行移栽。南方地区可在3～10月进行，以4～6月或9～10月移栽效果为好。先将试管苗移出实验室，打开瓶盖，放置于通风、明亮的常温房间炼苗，每天早、中、晚各喷水1次，保证足够的湿度。3d以后，用镊子将小苗轻轻夹出培养瓶，洗净根部附着的培养基。可先用1 500倍的多菌灵药液浸泡5～10min，然后种植于椰糠基质中，环境温度保持25～28℃，湿度保持在80%～90%，防阳光直射。当新叶长出、新根伸长时，每周1次叶面喷施0.3%～0.5%KH2PO4，成苗率可达65%以上。
3 结论
在本试验中，蝴蝶兰外植体无菌体系的建立取决于消毒时间，8min与16min的消毒效果都不甚理想，而以12min的成功率较高。随着消毒时间的延长，外植体死亡数也不断增加，说明长时间用升汞作为消毒剂对蝴蝶兰幼嫩茎段有很强的杀伤力。
由于蝴蝶兰这个名贵品种对移栽环境要求的特殊性，因此，迄今为止，笔者仍未能获得蝴蝶兰试管苗移栽较为成功的经验。对于其移栽试验还有待于进一步的研究与探讨。
参考文献
[1]刘青林，马祎，郑玉梅，等.花卉的组织培养[M].北京：中国农业出版社，2002.
[2]韦三立.花卉组织培养[M].北京：中国林业出版社，2000.
紫薇组培快繁技术研究 篇4
1 材料与方法
1.1 试验材料与培养条件
5~6月选取健康生长的紫薇当年萌发的带芽枝条, 去掉大叶, 在自来水下冲洗干净, 剪成带芽2~3cm茎段, 在超净工作台上, 先用70%的酒精处理30s, 无菌水冲洗2~3次, 再用0.1%升汞消毒5~7min, 无菌水冲洗3~4次, 将茎段接种于启动培养基上。各培养基均加入白砂糖30g/L、琼脂6.5g/L, 调p H值至6.2。培养温度 (25±1) ℃, 光照14h/d, 光照强度2000Lx。
1.2 启动培养
启动培养基以MS为基本培养基, 附加不同浓度的细胞分裂素BA和生长素NAA, 每瓶接种1个芽, 每处理30瓶, 重复2次, 生长25d, 调查芽的诱导率。
1.3 增殖培养
将启动培养诱导的芽, 接种到以MS为基本培养基, 附加不同浓度的BA与NAA配比的增殖培养基上。每瓶接种5个芽, 每处理20瓶, 重复2次, 生长30d, 调查增殖系数和平均株高, 筛选最佳增殖组合。
1.4 生根培养
无菌条件下切取丛生芽中3cm左右的壮苗转接至1/2MS生根培养基上, IBA设置4种浓度水平, 摸索最佳生根浓度。每处理20瓶, 每瓶5株, 重复2次, 生长25d, 调查平均每株生根数、平均根长和生根率。
2 结果与分析
2.1 启动培养
启动培养的成功除了有很好的外植体杀菌外, 还取决于外植体生长需要的营养与激素配比。从表1可以看出, 在紫薇启动培养中, 保持生长素NAA不变, 不同浓度的细胞分裂素BA对芽的启动影响很大, 随着浓度的升高, 成芽率不断升高, 当BA为0.8mg/L时, 成芽率最高, 随后成芽率下降。另外, 在启动培养中发现, 较高的BA会使茎段产生愈伤组织, 不利于芽的诱导。紫薇启动培养的最佳培养基为MS+BA 0.8 mg/L+NAA 0.1mg/L, 诱导率平均为50.0%。
2.2 不同浓度BA与NAA对紫薇增殖系数和生长量的影响
在紫薇的增殖过程中发现, 随着细胞分裂素BA浓度的增大, 增殖系数不断增高;在BA浓度为1.0mg/L时增殖系数最高;当BA浓度再增高时, 增殖系数呈下降趋势。由此说明紫薇适宜在低浓度的细胞分裂素下增殖。由表2可以看出, MS+BA 1.0mg/L+NAA 0.4mg/L作为增殖培养基效果最佳。
2.3 不同浓度IBA对紫薇试管苗生根的影响
当丛生芽长至2.5cm左右时, 可以接入生根培养基中, 在生根培养基中10d有根眼出现, 20d根可以长到2cm左右, 根数2~4条。从表3可以看出, 1/2MS+IBA 0.5mg/L培养基最适合紫薇生根。
3 结论
对紫薇当年生茎段进行组培快繁技术研究, 结果表明, 紫薇在MS基本培养基附加不同浓度BA与NAA激素配比下, 启动诱导率平均可达50.0%, 增殖系数平均为3.9, 生根培养基为1/2MS+IBA 0.5mg/L, 生根率达到100.0%。
摘要：以紫薇的当年生嫩枝茎段为外植体进行组织快繁试验, 结果表明:紫薇的最佳诱导培养基为MS+NAA0.1mg/L+BA0.8mg/L, 增殖培养基为MS+BA1.0mg/L+NAA0.4mg/L, 生根培养基为1/2MS+IBA0.5mg/L, 生根率可达到100.0%。
关键词：紫薇,组织培养,增殖系数,生长量
参考文献
[1]杨彦伶, 杨柳, 张亚东.紫薇组织培养技术[J].林业科技开发, 2005 (2) :50-52.
[2]瞿宏杰, 王会.不同培养基对紫薇试管苗的诱导·增殖·生根的影响[J].安徽农业科学, 2008 (21) :8906-8907.
[3]姜旭红, 宋刚, 张虎, 等.日本紫薇的组织培养与快速繁殖[J].植物生理学通讯, 2004 (6) :707.
[4]曾志林.紫薇的繁殖技术[J].中国林业, 2004 (19) :39.
[5]杨建刚.紫薇的繁殖技术[J].农村实用技术, 2006 (3) :43.
[6]牟少华, 刘庆华, 王奎玲.紫薇研究进展[J].莱阳农学院学报, 2002 (4) :276-278.
海南美花兰组培快繁试验初报 篇5
海南美花兰组培快繁试验初报
海南美花兰种子无菌播种试验表明,种子萌芽培养基为1/2MS+CM10%+BA0.5+NAA0.2+蔗糖2%+活性碳0.1%;CM10%+BA1.01mg/L+NAA0.5mg/L的激素配比对原球茎的增殖效果最好;生根培养基为花多多1号1g/L+IBA0.2mg/L+蔗糖2%+活性碳0.1%.
作 者：莫光武 余志金 曾庆东 谭丁兰 作者单位：海南省热带森林博览园,海南海口,570312刊 名：热带林业英文刊名：TROPICAL FORESTRY年，卷(期)：200937(2)分类号：Q944.6关键词：海南美花兰 无菌播种 组培快繁
组培快繁 篇6
关键词：白及；种子；组培快繁技术；萌发；幼苗形态；观察
中图分类号： S567.23+9.04文献标志码： A文章编号：1002-1302（2015）02-0238-03
收稿日期：2014-04-24
基金项目：国家扶持中药材生产建设项目。
作者简介：崔瑞勤（1991—），女，硕士研究生，从事中药资源及其品质研究。E-mail：18995629089@163.com。
通信作者：徐雷，博士研究生，讲师，从事中药资源及其品质研究。E-mail：wuhanxulei@163.com。白及[Bletilla striata （Thunb.） Reichb. f.]为兰科白及属多年生草本植物，是我国的野生资源，主要分布区域北起江苏、河南，南至台湾，东起浙江，西至西藏东南部。贵州的东部、西部、南部，广西的西北、西南山区是野生白及资源的集中分布地及药材产出中心[1]。当前，贵州、云南、广西、安徽、浙江、江西、湖北、四川等地均有白及人工栽培，以贵州、安徽、广西三地栽培量大质优[2]。白及干燥块茎可供药用，具收敛止血、消肿生肌的功效，用于咯血、吐血、外伤出血、疮疡肿毒、皮肤皲裂等症[3]。白及在我国具有悠久的药用历史，始载于《神农本草经》，距今已有2 000多年历史，是我国民间的传统中药，现代研究表明白及主要活性成分为联苄类、二氢菲，并含联菲类、其他含菲化合物以及甾类、萜类、酯类、醚类等化合物，具有止血、抗菌、抗肿瘤、促进伤口愈合、促进血管内皮细胞黏附生长以及保护黏膜等药理作用[4-5]。
白及不仅具有较高的药用价值，同时还具有较强的观赏性，也是我国现代医药工业和化妆品工业的重要原材料，由于白及应用广泛，近年来市场需求量不断增大，在繁殖受限、人工栽培量不足的背景下，其野生资源遭到大量采挖，伴随供需矛盾的不断凸显，白及的价格逐年攀升。目前我国白及资源十分短缺，大量地肆意采挖致使白及野生资源急剧减少，自然生境遭到严重破坏，由于其濒危稀缺，被国家列为重点保护的野生药用植物之一。
当前白及大规模人工栽培显得尤为迫切，尽管白及生长过程中能大量产生种子，但种子极细小、质轻且构造简单无胚乳，不具备自然萌发所需的足够养分，自然条件下与相适应的真菌共生，由真菌提供其营养才有可能发芽且萌发率较低，所以采用种子繁殖培育实生苗进行栽培较困难。目前，白及栽培主要采用块茎分离繁殖的方式，大量消耗经济部位用于繁殖，繁殖系数低，难以适应规模化种植的需要，不能满足市场需求[6]。同时，由于营养繁殖的后代源至母株的营养体的个体发育并非基于遗传意义上的重新开始，而是母体生长的延续，所以这种单一繁殖方式长期使用必然引起品种退化，导致产量下降、品质变劣、病虫害加重、适应性变差等诸多问题。所以，生产中适當采用种子繁殖尤为必要。
采用无菌播种方式进行白及种子组培快繁以获得实生苗，在培养基中配制白及种子萌发所需的全部养分，种子萌发率高，而且通常1枚白及蒴果中种子数量高达数十万，所以繁殖系数极大，而且以种子进行繁殖有利于引种驯化以及优良品种选育。所以，本试验采用组织培养技术培育白及实生苗，对白及种子的萌发、丛生芽的诱导、生根定植、移栽等环节展开跟踪观察，以期为白及大规模种子组培快繁育苗积累生产基础。
1材料与方法
1.1材料、仪器与试剂
1.1.1材料白及果实采自于湖北神农本草中药饮片有限公司中药材GAP示范园，经湖北中医药大学药学院陈科力教授鉴定为兰科植物白及的成熟蒴果。
1.1.2仪器HP1500GS-B智能人工气候培养箱（湖北省武汉瑞华仪器设备有限责任公司）；HVE-50高压蒸汽灭菌器（日本株式会社平山制作所）；BSC1360ⅡA2生物安全柜（北京东联哈尔仪器制造有限公司）
1.1.3试剂琼脂粉（BR，国药集团化学试剂有限公司）；MS培养基（BR，美国BIOSHARP公司）；NaClO溶液（AR，西陇化工股份有限公司）；赤霉酸（上海沪江生化有限公司）；1-萘乙酸（天津博迪化工股份有限公司）；蔗糖（AR，天津市北方天医化学试剂厂）。
1.2方法
1.2.1果实预处理将白及未开裂成熟蒴果用流水洗净，在超净台上分别用75%乙醇溶液表面消毒1 min，8% NaClO溶液消毒10 min，再用无菌水反复冲洗4～6次，然后纵向剖开蒴果，用镊子夹取蒴果外壳，将粉末状的种子轻轻抖落到培养基表面[7]。
1.2.2培养基制备种子萌发培养基：1/2 MS+1.0 mg/L NAA；生根诱导培养基：1/2 MS+1.0 mg/L NAA+2.0g/L活性炭+1.0 mg/L GA3，培养基配制后于121 ℃条件下高压蒸汽灭菌20 min，备用。
1.2.3培养条件培养温度为（25±1） ℃，光照度2 000～2 500 lx，光-暗周期12 h-12 h。
1.2.4无菌播种在无菌条件下将白及蒴果纵向剖开，用镊子夹取蒴果外壳，将种子轻轻抖落到萌发培养基上，由于每枚蒴果中所含种子数量高达数十万，因此尽量控制培养基表面种子密度，使其均匀散布（图1）。
nlc202309031149
2结果与分析
2.1丛生芽的诱导
白及种子播种于培养基表面后开始吸水膨胀，7 d后种子明显变大，颜色变浅，成为淡黄色的球状体或纺锤体（图2-a）；接种21 d后种子突破种皮开始萌发（图2-b）；30 d 后开始形成淡黄色原球茎，呈球状（图2-c）；40 d后原球茎进一步膨大颜色逐渐转绿，少数原球茎顶部出现幼叶，有的原球茎诱导出愈伤组织（图2-d）；2个月后原球茎基部出现绒毛状，愈伤组织分化出芽（图2-e），长出1～2 cm的绿叶，获得大量丛生芽（图2-f），少数形成小的幼苗。在白及种子萌发和生长过程中发现，白及种胚通过2种方式形成幼苗，1种方式是种胚萌发后形成淡黄色的球状体，进一步生长转变为直径为几毫米大小的原球茎，原球茎分化产生芽，最后发育形成幼苗（图2-g）；另1种方式是淡黄色的球状体伸长成根状茎后发育成小苗（图2-h）。
2.2生根培养
将长至2～3 cm的丛生芽转入生根诱导培养基中，由于加入了诱导根分化的NAA，约40 d即可培养出3～5条幼根，基部都有白色细密的丛生毛出现（图3）。在生根的同时幼苗快速生长，株高明显增加，叶片增多且叶色加深，培养基质被快速消耗。
2.3组培苗的移栽
白及苗移栽前要进行炼苗，在光照培养箱中打开培养盒盖，盖上封瓶膜炼苗2 d，移至室温下继续炼苗5 d，取出小苗，洗净根部培养基，移栽至栽培基质中（图4-a）。栽培基质按m腐殖土 ∶m蛭石=1 ∶1进行配制，使用前消毒，移栽结束后注意保水保湿。白及苗冬天地上部分枯萎，第2年春天在原球茎基础上长出新芽（图4-b）。
3结论与讨论
利用种子组培快繁技术，通过蒴果消毒、无菌播种、丛生芽诱导、生根诱导和炼苗移栽等环节在实验室条件下能获得大量白及实生苗，整个过程均在各环境因子可控条件下完成，但要将组培实生苗用于大田生产，尚须炼苗移栽培育成种苗后定植于大田，通过试验虽然成功获得了白及种苗，但由于受本地气候不适宜白及生长的限制，并没有进行大田栽培实践，而且目前也很少有用白及组织培养技术迅速推广应用的相关报道（仅孟彪等通过诱导原块茎获得组培苗而非实生苗进行生产试验，结果无块茎的白及组培苗不能成活，且组培苗质量优劣与其块茎大小密切相关，块茎越大，成活率越高[8]），因此，组培实生苗的大田定植是制约其推广的关键环节。
试验中发现白及种胚可通过原球茎和根茎2种途径形成幼苗，2种幼苗在后期的生产性能以及块茎品质均有待深入研究。试验中从无菌播种到大量产生丛生芽时间较长，需近3个月时间，由于培养基主要提供白及种子萌发所需养分，不同植物激素及其浓度促进生长发育进程，因此培养基中营养物质和激素的含量及其种类对种胚的无菌萌发和丛生芽的分化具有非常大的影响，是组培快繁技术的关键。培养基物理状态对白及生长发育也有影响，采用液体培养基或半固体培养基可以缩短萌发时间，但褐化现象较固体培养基严重，古碧珠等采用液体培养基诱导同科的兰花种子时也有类似现象[9]。尽管白及种子萌芽和生长发育是复杂的生理过程，与其遗传特性有关，但与所处营养条件、外源激素、生态因子等的诱导密切相关。笔者观察了在一定条件下白及的生长发育过程，而关于其生长发育进程的植物激素调控和生长条件掌控等方面仍需进一步深入研究。
组培实生苗技术的突破能有效解决白及的资源问题，但针对当前白及人工栽培中存在的生产技术落后、管理粗放、育种滞后、种质创新不足、资源破坏严重等问题，应加强白及优良品种选育，并系统开展规范化种植及野生资源抚育更新研究，从而推动其生产可持续健康发展，更好满足市场需求。
参考文献：
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木薯组培快繁技术研究 篇7
关键词：木薯,组织培养,快速繁殖,激素,培养基,影响
木薯(Manihot Esculenta Crantz)又称木番薯、树薯,属大戟科木薯属植物,块根淀粉含量可达25%～35%,享有“淀粉之王”的美称。木薯不仅是一种重要的经济作物,而且也是一种极具开发潜力的能源作物,已列为国家重要的战略资源[1,2,3]。
福建省是我国木薯的一个主要产区,属于粤东—闽西南优势范畴,具有良好的种植基础及发展空间。据统计,全省现有木薯栽培面积约1.67万hm2,主要分布在闽中南、闽西南一带,促进了当地经济的发展和农民的增收。长期以来,木薯一般采用成熟的茎段进行繁殖,不仅繁殖系数低、周期长,而且长期种植相同的品种,导致种性退化,产量下降;此外,受不良环境的影响,冬季种茎贮藏时易受潮腐烂,春季种植时若遇干旱或倒春寒,则会影响种茎的萌发率,大大地影响了木薯优良品种的推广速度。为此,开展木薯组培快繁技术的研究,在短期内生产出大量的优质种苗,旨在为加快木薯优良新品种在福建省的辐射推广服务。
1 材料与方法
1.1 试验材料
供试木薯采自福建省农业科学院甘蔗研究所木薯种质资源圃。
1.2 试验方法
1.2.1 外植体建立。
选择健壮无病虫害的茎段,用自来水冲洗干净,在超净工作台上,切成带2～3节的茎段,在70%酒精中浸泡30 s后,用0.1%HgCl2溶液浸泡消毒10 min,再用无菌水冲洗4～5遍,最后用无菌滤纸吸干表面水分,接种于诱导培养基中。
1.2.2 丛生芽增殖培养。
选取健康诱导苗,以MS为基本培养基,添加BA、NAA、GA3等不同浓度组合进行最佳增殖配方筛选试验,具体的浓度组合及处理设计见表1。
1.2.3 生根培养。
以MS或1/2 MS基本培养基,结合不同NAA浓度组合进行诱导不定根的配方筛选试验,具体的浓度组合及处理设计见表2。
1.2.4 移栽。
假植基质为砂壤土+蘑菇土,二者比例为2∶1。
1.2.5 培养条件。
蔗糖3%,琼脂0.7%,pH值5.8,培养室温度(25±1)℃,光照强度1 500～2 000 lx,光照时间10～12 h/d。
2 结果与分析
2.1 木薯外植体的诱导
将消毒好的外植体切成带1～2个腋芽的茎段,接在MS+BA 4.0 mg/L+NAA 0.1 mg/L培养基上诱导,培养7 d后,茎段的腋芽开始膨大,10 d后萌发生长,30 d后再转入增殖培养基中培养,即可分化出丛生芽。
2.2 不同浓度的激素组合对木薯丛生芽增殖的影响
由于诱导出来的腋芽比较细少,需要一个增殖壮苗的过程,合理的激素组合有利于芽的增殖及壮苗。从表3可以看出,在木薯丛生芽的增殖培养中,BA与NAA的浓度决定其增殖与愈伤组织的生成情况,在一定范围内随着浓度的增加,增殖率提高,愈伤组织减少;通过添加GA3,在一定程度上可以抑制愈伤组织的生成,但同时也抑制芽的生长。因此,选用BA 2 mg/L+NAA 0.05 mg/L培养基作为丛生芽增殖的最佳配方,既可保证较高的增殖率及芽生长的整齐度,又可避免产生较多的愈伤组织。
2.3 不同培养基对木薯组培苗生根的影响
试管苗的生根诱导效果因培养基、生长素的不同而存在差异。从表4可以看出,在不同组合处理的培养基中诱导,生根效果及长势都很好,生根率达到100%;MS决定着苗的生长势,1/2 MS+NAA 0.2 mg/L培养基配方最有利于木薯试管苗的诱导生根。
2.4 试管苗移栽
待苗长至高5～6 cm、真叶3～4片时,将生根苗搬至炼苗棚,在自然光的条件下培养10～15 d,直至叶片由浅绿转为深绿、细弱茎变粗、根系发达多分叉时,轻轻洗去基部附带的培养基,移栽于砂壤土与蘑菇土比例为2∶1的混合基质中,浇透定根水,适当遮荫,注意通风,保温保湿,每隔7 d喷1次1 000倍多菌灵和链霉素针剂,预防小苗猝倒病,成活率达94%。
3 结论与讨论
试验研究结果表明,在木薯组培的增殖阶段,BA和NAA的浓度影响试管苗的增殖生长及愈伤组织的生成,在一定范围内随着浓度的升高,增殖率提高,愈伤组织减少,通过添加一定浓度的GA3,可有效减少愈伤组织的生成,但其原理和添加量还有待进一步的研究与探讨[4,5,6,7]。木薯耐旱耐瘠、抗性强、淀粉含量高,是一种重要的热带和亚热带经济作物,同时也是一种极具开发前景的能源作物。因此,木薯作物的大力发展,对于维护国家的粮食安全和能源稳定必将起到积极的作用。
参考文献
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檫木组培快繁试验 篇8
目前,檫木的繁殖为种子繁殖,严重地制约其发展。本研究对檫木的组织培养繁殖进行了初步的试验,希望能为檫木的高效、快速无性繁殖做点有益的探索。
1 材料和方法
1.1 实验材料
外植体材料来自江西省林业科学院树木园,树龄20 a以上的檫木基部萌条,2008年4~5月采样3次。
1.2 试验方法
1.2.1 材料的处理。
材料的处理和灭菌方法见参考文献[2]。
1.2.2 诱导和增殖培养试验。
檫木的诱导和增殖培养试验见参考文献[2]。
1.2.3 檫木的生根培养试验。
切取增殖苗,苗高3 cm以上的粗壮芽苗,接种在生根培养基上,3个重复,每个重复20瓶,每瓶接种4~6颗芽苗,计算生根率。
培养条件:温度25(±2)℃,光照时间14 h/d,光照强度1 500~2 000 lx。
基本培养基:p H值5.8~6.0,蔗糖30 g/L,卡拉胶,灭菌温度121℃左右,灭菌时间18~20 min。
2 结果与分析
2.1 外植体的诱导
MS为基本培养基,添加6-BA和IBA进行诱导培养试验,每组20瓶,3个重复,每瓶接种一个芽,计算平均诱导率。实验结果见表1,从结果可以看到,6-BA对诱导培养起主导作用,影响比IBA明显,培养基中6-BA浓度为0.5~0.8 mg/L时,诱导率75%左右,效果较好。
2.2 檫木的增殖培养
增殖培养初期,叶片肥厚,茎干膨大,组织疏松等植株生长发育异常现象较重。经过多轮继代培养后,植株生长转为正常状态。
MS为基本培养基,添加6-BA,IBA或NAA分别与6-BA组合,每个对照20瓶,3个重复,计算平均增殖倍数。
培养基6-BA与IBA组合增殖培养试验结果见表2,结果表明,培养基的IBA浓度对增殖的影响不明显,当6-BA浓度过低时,芽苗长势较差。当浓度超过0.5 mg/L,随着浓度的增加,增殖效果不明显,浓度0.5~0.8 mg/L之间效果较好,增殖倍数可达4.2,苗的生长状态也好,比较粗壮。
培养基6-BA与NAA组合增殖培养试验结果见表3,增殖效果不如6-BA与IBA组合,表现为基部愈伤增多,长势弱。
2.3 檫木的生根培养
以MS和1/2 MS为基本培养基,分别加入NAA,IBA,IAA,各自浓度分别为0.1、0.2、0.5、0.8、1.0 mg/L,蛭石+营养液生根培养试验,暗室培养对照实验,都没有获得令人满意的结果,其中,1/2 MS+IAA 0.1~0.2mg/L中生根培养,生根率33%。
3 讨论
3.1 檫木的增殖培养
在檫木的增殖培养中,比较了2种生长素IBA和NAA分别与6-BA组合的应用效果,IBA比NAA更有利于芽苗的增殖和生长,细胞分裂素6-BA起主导作用,在MS+6-BA 0.5 mg/L+IBA 0.1 mg/L中培养,增殖倍数可达到4.0,芽苗长势较好。
在用诱导的不定芽做增殖培养的过程中,出现多数植株叶片肥厚,茎干膨大,组织疏松的生长不正常现象,但是,经过数轮继代培养后,芽苗生长正常,是什么原因造成这种现象目前还不清楚。
3.2 檫木的生根培养
分别用添加IBA、NAA或IAA的MS或1/2 MS培养基进行生根培养实验,蛭石加上述营养液(培养基配方中去除卡拉胶)生根试验,生根的暗培养试验,结果都很不理想,生根率十分低。
有关檫木的组织培养文献报道极少,本文对檫木的组织培养进行了初步的试验,结果难以让人满意,特别是生根培养,生根率极低,还有待做进一步研究。檫木是重要的造林树种,进行组培快繁技术研究十分必要。
参考文献
[1]孙其华.檫木育苗及栽培技术[J].安徽林业,2007(2):26.
落新妇组培快繁技术研究 篇9
1 材料与方法
1.1 试验材料
采用引种驯化成功的落新妇种子作外植体,再以此培育的无菌落新妇植物的叶片进行组培试验。
1.2 试验方法
1.2.1 外植体消毒。
将落新妇种子处理后,在培养的培养中,10 d后观察不同培养基中种子的污染情况。把无病虫害的落新妇种子在20℃左右温水浸泡30 min,浸泡洗洁精30 min(同时流水处理)[1],在操作台紫外灯处理30 min,无菌条件下用75%酒精溶液浸泡10 s,无菌水冲洗1~2 s,再用0.1%升汞溶液消毒5.5 min,取出用无菌水冲洗2~3次,用消毒滤纸吸干后切块,均匀撒种于培养基上,污染率最低。
1.2.2 外植体培养。把种子放在培养基上25 d后,将长成的小苗进行转接、扩繁。
1.2.3 培养基及培养条件。
以MS作为初代培养、增殖培养和生根培养的基本培养基,然后在培养基中加入蔗糖30 g/L和琼脂7.2 g/L。培养温度(25±2)℃,光照强度3000 lx,光照时间12 h/d,p H值均为5.8。
1.2.4 初代培养。
以MS为基本培养基,附加不同浓度的6-BA(0.5、1.0、2.0 mg/L)、2,4-D(0.1、0.2 mg/L)进行组合,每种培养基接种30个外植体。
1.2.5 增殖培养。
在增殖培养基上接种诱导出来的芽,附加不同浓度的6-BA(0.3、0.5、0.7、1.0 mg/L),2,4-D 0.1 mg/L,每种培养基分别接种30瓶,观察记录增殖效果。
1.2.6 生根培养。在1/2MS培养基上分别添加不同浓度的NAA(0.1、0.5 mg/L)与2,4-D(0.1、0.5 mg/L)进行诱导生根,并在生根过程中进行比较,观察试管苗生根情况。
2 结果与分析
2.1 不同消毒方式对外植体的影响
在落新妇种子处理后10 d后观察不同培养基中种子的污染情况。从表1可以看出,把无病虫害的落新妇种子在20℃左右温水浸泡30 min,浸泡洗洁精30 min(同时流水处理),在操作台紫外灯处理30 min,用75%酒精溶液浸泡10 s,0.1%升汞溶液处理5.5 s的处理污染率最低,仅为14.28%[3]。
2.2 不同激素配比对芽诱导的影响
在落新妇叶片芽诱导过程中,叶片均可在15 d左右形成愈伤组织从而诱导出芽。从表2可以看出,A3培养基(MS+6-BA 0.5 mg/L+2,4-D 0.1 mg/L)芽诱导率明显高于其他,且芽生长健壮、叶色绿。
2.3 芽的增殖
从表3可以看出,当6-BA分别为0.3~1.0 mg/L时,添加0.1 mg/L的2,4-D,芽均能增殖,增殖倍数在4.5倍以上。从芽苗的增殖倍数、苗的长势等综合因素考虑,最终试验得出最适增殖培养基为MS+6-BA 0.5 mg/L+2,4-D 0.1 mg/L(图1)
2.4 生根培养
将1~3 cm高的落新妇试管苗接种于添加0.1、0.5 mg/L的NAA或0.1、0.5 mg/L的2,4-D的1/2 MS培养基中,15 d开始生根,25 d进行观察。从表4可以看出,0.5 mg/L的NAA较低浓度(0.1 mg/L)的效果好,能缩短试管苗生根时间,根粗壮。而0.1、0.5 mg/L的2,4-D生长的根系一般(图2)。
2.5 试管苗移栽
为了提高移栽成活率,应将试管苗放在自然光下炼苗2~3 d,洗净小苗的根部,移栽在腐殖土的苗床上,注意遮荫保温,成活率一般可达到80%以上。
3 结论与讨论
蒙古莸组培快繁技术研究 篇10
蒙古莸具有较高的科研及经济价值, 由于放牧破坏, 加之人工砍伐烧柴, 使之种群数量日益减少, 种子较难获取。本研究进行蒙古莸组培快繁技术研究, 一方面填补国内蒙古莸组培方面无研究的空白, 另一方面对稀有种起到保护繁育作用。
1 材料与方法
1.1 试验材料
蒙古莸新梢于2015年8月采自亿利资源集团沙旱生态科技园智能温室苗床区, 为一年生树上的当年生嫩枝, 将嫩枝剪成10 cm的小段, 清水冲洗干净后备用。
1.2 试验方法
1.2.1 培养基制备。
选取4种配方不同的培养基作为诱导培养基, 以MS为基础培养基, 各培养基中均添加30 g/L蔗糖、7g/L琼脂, 培养基p H值在分装前调至7, 培养基在分装后放在121~123℃的条件下灭菌20 min。4种培养基配方如下:MS+1.0 mg/L 6-BA+0.5 mg/L NAA (M1) 、MS+1.0 mg/L 6-BA+0.3 mg/L NAA+0.01 mg/L GA (M2) 、MS+1.5 mg/L 6-BA+0.3 mg/L NAA+0.02 mg/L GA (M3) 、MS+0.5 mg/L 6-BA+0.5 mg/L NAA (M4) 。
选取4种配方不同的培养基作为增殖培养基, 各培养基中均添加30 g/L蔗糖、7 g/L琼脂, 培养基p H值在分装前调至7, 培养基在分装后放在121~123℃的条件下灭菌20min。4种培养基配方如下:
1/2MS (S1) 、MS (S2) 、1/2MS+0.1 mg/L 6-BA (S3) 、MS+0.1mg/L 6-BA (S4) 。
1.2.2 外植体的建立与启动培养。
取新抽生的未木质化的嫩茎作为外植体, 从叶柄处剪去叶片, 再用蒸馏水冲洗4~5遍, 浸泡在蒸馏水中, 移到超净台上, 在75%酒精中浸泡30 s, 再用0.1%氯化汞溶液浸泡9 min, 其间不断震摇, 使材料和消毒液充分接触, 消毒后用无菌水冲洗4~5次, 将新梢分别剪成带1个腋芽的茎段, 接种到4种诱导培养基中, 每瓶接种1个茎段。然后放在培养室中培养, 要求温度24~26℃, 光周期12 h, 培养室光照强度2 000 lx, 每天光照13~15 h。接种30 d后, 调查外植体的启动生长状况。每个处理分为3组, 每组80瓶[6]。
1.2.3 增殖培养及生根培养。
选取启动培养基成活率高且玻璃化率低的一组组培苗, 将初培养的健壮瓶苗植株切成每段含1~2个腋芽的茎段, 转入以上4种增殖培养基中进行增殖培养, 观察其生长状况。每个处理分为3组, 每组50瓶。
1.2.4 瓶苗矮化促壮。
以MS为基础培养基, 分别加入10、20、30、40、50、70 mg/L 6种不同浓度的矮壮素, 每个处理分为3组, 每组30瓶。将生长情况基本一致的蒙古莸组培苗转接至6种培养基中, 观察生长情况。
1.2.5 瓶苗的驯化移栽。
将生长60 d的组培苗和生长30 d的组培苗同时进行炼苗, 闭瓶炼苗5 d左右, 移栽前2~3 d开盖炼苗, 每天对瓶苗喷水1次, 以保持瓶内足够的湿度。3 d后取出组培苗, 用清水洗净根上的培养基, 分别栽入用MS营养液与蛭石基质按1 L∶1.5 kg的比例混合的基质和温室裸地栽培区。栽后用棚膜遮盖进行保温、定时喷水保湿。待幼苗开始生长后揭去棚膜。蛭石基质栽培苗30 d后移入温室裸地栽培区, 定期喷水。每个处理分为3组, 每组30株。
2 结果与分析
2.1 外植体在不同培养基上的诱导分化效果
由表1可知, 同一新梢的外植体在不同的培养条件下其成活率及玻璃化率明显不同, 处理M3诱导蒙古莸外植体成活率高达96.77%, 且玻璃化率只有20.00%;其次是处理M1, 成活率高达81.25%, 且玻璃化率为26.92%;处理M2、M4成活率在55%~70%, 但其玻璃化率较高。因此, 培养基M3可作为诱导分化的最佳培养基。
2.2 不同浓度激素配比对蒙古莸生根的影响
试验表明, 蒙古莸的增殖培养与生根培养可在同一培养基下进行, 且蒙古莸在增殖培养过程中无愈伤组织出现, 可大大加快繁殖速度, 降低生产成本。由表2可知, 将瓶苗放到增殖培养基中, 7 d左右开始生根, 4种增殖培养基中, 以1/2MS为基础培养基的S1、S3生根率较低, 都在5%以下;以MS为基础培养基的S2、S4生根率较高且以培养基S2为最好, 可作为增殖生根的最佳培养基。
2.3 矮壮素梯度试验结果
由表3可知, 矮壮素的加入, 对株高有明显的抑制作用。浓度越高, 株高迅速下降。矮壮素的浓度从0~40 mg/L, 平均株高逐渐变小, 但浓度从30 mg/L开始植株叶片开始发育不良;矮壮素浓度在50、70 mg/L时株高明显降低且生长缓慢, 矮而不壮, 此时植株的上部及叶片发育不良。因此, 高浓度的矮壮素, 不利于蒙古莸的矮化促壮。附加20 mg/L矮壮素的生根培养基, 苗矮壮, 叶片肥厚, 起到矮化植株的作用, 为后期无菌苗的移栽成活提供了保障。
2.4 不同移栽方法及苗木质量对移栽效果的影响
根据观察结果, 蒙古莸组培苗的缓苗期为5~8 d。蒙古莸炼苗后成活率为90.68%, 显著高于未炼苗处理 (72.31%) 。将生长30 d炼苗后的蒙古莸组培苗栽入蛭石基质中成活率较高, 成活率可达到88.89%, 而直接移栽至大田里成活率很低, 只有10%~20%;生长60 d的组培苗在基质及大田中成活率都很低。总体来看, 蒙古莸组培苗生长30 d经过炼苗后先移栽到基质里进行培养, 可大大提高成活率。
3 结论
优良的快繁体系是利用组织培养实现工厂化育苗的保障, 在组织培养中无菌苗的建立是组培快繁的基础, 而外植体的快速启动是再生体系建立的关键。因此, 用培养基MS+1.5 mg/L 6-BA+0.3 mg/L NAA+0.02 mg/L GA+30 g/L蔗糖+7g/L琼脂, p H值=7.0培养后诱导分化效果最好, 适合作为启动培养基;继代增殖培养及生根培养中使用MS培养基较为合适, 生根率也较高;培养基MS中加入20 mg/L矮壮素矮化促壮效果最好, 可为后期无菌苗的移栽成活提供保障;蒙古莸组培苗生长30 d经过炼苗后先移栽到基质里进行培养, 成活率可达85%以上。
移栽驯化是工厂化育苗能否成功的关键, 优质的苗木是移栽成活的关键, 因此在基质内移栽成活较高外还需摸索其他移栽方法, 提高移栽成活率, 达到工厂化育苗的要求。
摘要：以蒙古莸一年生树上的当年生嫩枝作为材料, 研究了诱导、增殖、分化、生根培养基筛选、移栽等组培快繁技术, 旨在为蒙古莸工厂化育苗奠定技术基础。结果表明:蒙古莸诱导最适培养基为MS+1.5 mg/L 6-BA+0.3 mg/L NAA+0.02 mg/L GA;最适增殖扩繁及生根培养基为MS, 且培养基MS中加入20 mg/L矮壮素矮化促壮效果最好;组培苗移栽成活率可达85%以上。
关键词：蒙古莸,组培快繁,移栽
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四个玉簪品种组培快繁研究 篇11
1材料与方法
1.1材料
供试材料为国外引进的Hosta ‘Big Daddy’、 金鹰、小黄金叶以及翠鸟。4个优良玉簪品种均具有抗萎蔫能力强,对强光照具有一定适应性,并且自身具有抗病虫和蜘蛛害的特点。
1.2方法
1.2.1外植体灭菌选择生长健壮无离体变异产生的植株。选取茎尖部位,剥去外层叶柄,露出包含潜伏芽的部位,在自来水下冲洗30 min,然后在无菌操作室的超净工作台上对外植体进行灭菌。切取包含生长点,长度约为2cm的茎尖,用75%酒精浸泡30s,然后在0.1%HgCl2中浸泡8min,再用无菌水冲洗6~8次。试验所用的外植体分别取于2012年4月和7月。
1.2.2启动培养将灭菌后的外植体,分别接种于含不同浓度6-BA的启动培养基中,6-BA浓度分别为2.5、3.5和4.0mg·L-1。每次接种30瓶, 每瓶1个外植体,3次重复。接种30d后统计启动率。启动率(%)=(萌动的外植体总数/未污染的外植体总数)×100。
1.2.3增殖培养将萌动成为多株的植株分割成单株,修剪成高约2~3cm的植株,分别接种于不同激素 配比的培 养基中,分别为Z1:6-BA 1.0mg·L-1+NAA0.1mg·L-1;Z2:6-BA1.0mg·L-1+ NAA0.2 mg·L-1;Z3:6-BA1.0 mg·L-1+NAA 0.3mg·L-1;Z4:6-BA3.0mg·L-1+NAA0.1mg·L-1; Z5:6-BA3.0 mg·L-1+ NAA0.2 mg·L-1;Z6: 6-BA3.0 mg·L-1+NAA0.3 mg·L-1;Z7:6-BA 5.0mg·L-1+NAA0.1mg·L-1;Z8:6-BA5.0mg·L-1+ NAA0.2 mg·L-1;Z9:6-BA5.0 mg·L-1+NAA 0.3mg·L-1;每次处理5瓶,每瓶10株,3次重复。继代1个月后,观察玉簪生长状态,统计丛生芽增殖率。增殖系数=增殖瓶数/接种总瓶数。
基本培养基选用MS,添加蔗糖30.0g·L-1, 琼脂6.0g·L-1,pH5.8~6.0,培养温度为(24± 2)℃,光照强度为2 000lx,光照时间为14h·d-1。 启动培养基中额外添加NAA0.2mg·L-1。
1.2.4数据处理 试验数据 用Excel 2003和DPSv7.05统计软件进行分析。
2结果与分析
2.1取材季节对外植体灭菌效果和启动率的影响
表1结果表明,接种7d以后,Hosta ‘Big Daddy’、金鹰和翠鸟3个玉簪品种多数外植体的染菌率会随着取材季节的延后而升高。可能是由于4月份处于玉簪休眠期或萌动前期,玉簪植物体内积累了较丰富的营养和内源激素,材料易启动[13]。小黄金叶的污染率随取材季节的延后而下降,在4月份的污染率为38.9%,7月份下降到21.4%。
2.2不同激素浓度配比对外植体启动效果的影响
由表2可见,随着6-BA的浓度升高,Hosta ‘Big Daddy’的启动率 呈现先下 降后上升 趋势。 当6-BA浓度为4.0 mg·L-1时,启动率最 高,达100%。6-BA浓度为2.5~3.5mg·L-1时,启动率为75.0%~80.0%,不适宜启动。金鹰和小黄金叶的启动率均呈先上升后 下降的趋 势,当6-BA浓度为3.5mg·L-1时,启动率达最大值,分别为84.6%和83.3%。不同6-BA浓度对翠鸟启动效果影响不大,3个浓度处 理下的启 动率均超 过90%。当6-BA浓度为2.5和4.0 mg·L-1时,翠鸟的启动率均达100.0%。
2.3不同激素浓度配比对外植体增殖效果的影响
由表3可知,4个玉簪品 种均在Z8培养基(6-BA2.0 mg·L-1+NAA0.2 mg·L-1)的增殖效果最好,金鹰、小黄金叶和翠鸟的增殖倍数均极显著大于其它培养基。Hosta ‘Big Daddy’在Z8培养基上的增殖倍数除与Z3和Z4差异不显著外,均极显著大于其它处理,在Z2培养基上的增殖倍数最小。金鹰在Z1培养基上的增殖倍数最小。小黄金叶在Z6培养基上的增殖倍数最小。 翠鸟在Z2培养基上的增殖倍数最小。
3结论与讨论
控制或降低污染率是组织培养先期阶段的关键所在,也是提高组织培养工作效率的重点操作流程。综合考虑,玉簪最佳的外植体取材时间应该在植株生长开始阶段,此时萌动率高,细菌活性较低,污染率低。随着植株进入生长旺盛阶段,细菌活性较高,比较容易染菌。因此,接种的时间最好选择温度较低的春天。本试验结果表明,于4月份取材的外植体污染率小于7月份。这与郭晓东[13]和徐刚[14]等研究的结论一致。
Hosta ‘Big Daddy’在MS+4.0 mg·L-16BA+0.2 mg·L-1NAA培养基上的 启动效果 最好。金鹰和小黄金叶在MS+3.5mg·L-16-BA+ 0.2mg·L-1NAA培养基上的启动效果最好。翠鸟在MS+2.5或4.0mg·L-16-BA+0.2mg·L-1NAA培养基上的启动率均达到了100%,考虑经济因素,MS+3.5 mg·L-16-BA+0.2 mg·L-1NAA为翠鸟最适启动培养基。4个玉簪品种均在Z8培养基(6-BA5.0mg·L-1+NAA0.2mg·L-1) 的增殖效果最好。