组培育苗（精选4篇）
组培育苗 篇1
摘要：探讨了杂交鹅掌楸的组培及育苗技术,重点分析了杂交鹅掌楸组培时的最适宜诱导培养基、最佳增殖培养基、适宜的光照、适宜的生根培养基等。探讨了杂交鹅掌楸育苗时的土壤要求、水的灌溉、如何施肥、病虫害防治等,并对杂交鹅掌楸的组培育苗技术进行了未来展望。
关键词：杂交鹅掌楸,组培,育苗
1引言
杂交鹅掌楸又称杂交马褂木,叶大形似马褂而得名,是由中国的马褂木和北美洲的鹅掌楸通过杂交培养而成的新型园林观赏树种。它具有生长速度快,树形美观,花期较长,抗逆性强,几乎无病虫害等诸多优点,被广泛用于庭院、公园园林、寺庙等地的绿化美化,也可用于山上造林绿化。杂交鹅掌楸的繁殖能力较差,种子发芽率低,难以保持实生苗杂种优势,人工杂交的方法进行培育繁殖周期太长,不能很好的满足市场的需要。组培完成之后对杂交鹅掌楸幼苗进行育苗,使幼苗能够快速生长,也是一项技术较高的工作。因此,建立杂交鹅掌楸高效率的组培育苗体系,是解决目前种苗需求矛盾的有效途径,具有理论和现实两方面的意义。
2杂交鹅掌楸组培技术研究
2.1材料与方法
(1)以杂交鹅掌楸成年树半木质化带芽的茎段为培养对象,在晴朗的天气将半木质化的嫩枝作为外植体,将多余的茎叶去掉,所需培育的部分用洗洁精溶液浸泡后用软毛笔清洗叶腋,然后用流水冲洗。
(2)建立无菌培养体系。在清洗干净的工作台上用75%的酒精浸泡30s,按材料的幼嫩程度用0.1%的升汞消毒3~10min,用无菌水进行冲洗,取一个腋芽的茎段,剥去芽外面包着的2片未展开的苞片,将带芽茎段放在外植体诱导培养基中进行接种,不同的诱导培养基的激素处理组合会对杂交鹅掌楸外植体腋芽产生不同的诱导影响,培养基中要加入琼脂粉7g/L和蔗糖30g/L。
(3)丛芽增殖。当诱导产生的腋芽长到1.5cm左右时,再进入丛芽诱导培养基中进行丛芽的增殖培养。以MS做为基本培养基,培养基中添加球脂粉7g/L和蔗糖30g/L。每个小瓶中接种6个叶芽,每次接种5瓶,这样反复操作3次。通过对不同类型的激素和浓度的调配增加繁殖量,并生出更多的叶芽。15d后统计生长情况。
(4)生根培养。选一些生产健壮,高度在1cm以上的芽,将它们接种在生根培养基里诱导生出不定根。鹅掌楸进行诱导生根有一定的难度,需要延长幼苗和生根的时间。将1/2MS做为基本培养基,加入蔗糖20g/L、琼脂粉6g/L,pH值要达到5.8。根据不同生长素和不同的浓度,研究生根培养。每个小瓶接种5个芽,每次芽接种6瓶,重复3次,并进行根系生长的统计。
(5)瓶苗移栽。移栽前要将生出根系的瓶苗在温室中存放7d,将生根苗从培养基中取出,将幼苗根上粘附的培养基清洗掉,移栽到已经作好消毒措施的基质中,浇水覆膜,以便于进行保温保湿。7d揭膜、浇水、施肥一次。1个月后观察移栽成活率。
(6)培养条件。将已接种好的叶芽放入培养室,温度控制在25℃以上,用日光灯进行照射,要保证光照强度和光照时间。
(7)几个计算参数。诱导率=(萌发腑芽的外植体数/接种的外植体数)×100;增殖系数=每个处理接种出的总瓶数/每个处理的母瓶数;生根率=(生出根来的芽数/接种的芽数总和)×100。
2.2影响组培效果的几个因素
2.2.1不同的激素处理组合对外植体腋芽的影响
外植体在诱导培养基接种3~5d后,有可能会出现褐变现象,培养基也会变褐。这时应将外植体移到新的培养基中来阻止褐变的蔓延。激素的种类、浓度配比对杂交鹅掌楸腋芽的生长起着很重要的影响作用。不同的激素处理组合产生的外植体腋芽诱导是不同的,在MS培养基中不添加任何激素,不会产生腋芽萌动,诱导率为零。在培养基中加入浓度较低的激素,腋芽会发生较慢的萌动,变褐死亡,随着激素浓度的不断增加,腋芽的萌动速度加快,诱导率提高,芽的生产速度变慢。当激素的浓度过高时,芽基部和培养基接触的部位会产生严重的愈伤化,芽心黑死,芽苗无法生长。
2.2.2不同的基本培养基、激素配比对增殖的影响
MS作为基本培养基与1/2 MS作为基本培养基相比,杂交鹅掌楸的增殖效果要更好,会促进芽的健壮生长,使叶片饱满。
细胞分裂素浓度(6-BA)可以有效诱导不定芽的增殖,当6-BA从0.1mg/L提高到0.5mg/L时,增殖系数会升高,从0.5mg/L提高到1.0mg/L时增殖系数会下降,出现一定程度的玻化和褐化,当浓度达到2.00mg/L时,不定芽生长不旺盛,叶片暗淡,会产生玻璃化。充分说明幼苗玻璃化的程度大小和细胞分裂素的浓度高低呈正比。
为研究生长素的浓度对杂交鹅掌楸增殖生长的影响,在6-BA浓度为0.5 mg/L时添加不同浓度的IBA。实验表明,当IBA浓度从0.01 mg/L升到0.05mg/L时,增殖系数和芽的生长没有明显的增长,随着IBA浓度的不断增加,增值系数下降,出现严重的玻化、褐化和烂根现象。
综上所述,当6-BA浓度为0.5 mg/L、IBA浓度为0.1 mg/L时增殖系数最大,不定芽的生长状况最好,叶片伸展茁壮,是最好的增殖培养基。
3杂交鹅掌楸育苗技术
杂交鹅掌楸组培完成后,已经生根的瓶苗就可以进行培育移栽。移栽是进行组培育苗的重要一环,进行生根培养20d以后,将瓶苗放入温室进行炼苗,使幼苗从温室环境逐步接触并适应外部环境。经过阳光的充分暴晒,在基质中培养30d左右,用800倍的多菌灵溶液对基质进行消毒,将幼苗洗净后移载到土层中。应选择土质肥沃疏松,无碱性的沙壤土。浇透水,用薄膜覆盖,后用遮阳网进行遮阴。实验结果显示,移栽后第15d左右会萌发出新芽,后萌发出新的根系,一个月后苗生长良好,移栽成功。
排水灌溉要方便,应在移植地的两边设排水沟,便于及时将水排出,排水不及时容易造成积水烂根。要施足基肥,定期施肥,可以进行根外施肥,原则上可以每次少施次数多些,先施稀薄的再施浓稠的。秋天过后适当增施肥料,促进树苗的木质化。
为了防治病虫害,每隔一段时间喷洒一些浓度为0.1%的托布津溶液或浓度为0.25%的敌克松溶液,或者用三唑磷乳油溶液喷洒。后期可根外喷施磷酸二氢钾水溶液,浓度为0.5%,以增强抗寒性,保持生长健壮,要及时清除各种杂草,每次拔草前应该浇水一次。
4结语
为了使杂交鹅掌楸能够快速、成功地完成组织培养和育苗,使它的繁殖生长技术更加完善,并使它能被广泛应用到诸如园林绿化、美化环境、防治污染等社会方面,同时满足市场的需要,必须进行更深入的研究。
本文只是初步探讨了杂交鹅掌楸组培时的培养基成分及不同浓度的6-BA、IBA对生长的影响以及育苗时的一些注意事项,其他方面的因素对组培及育苗的影响还需要进一步的研究,还没有达到规模化生产的需要。今后一个阶段必须要对组培育苗流程进行改进优化,以求达到降低培育成本、提高苗木成活率和质量的目标。
要加强不同的培养基质对杂交鹅掌楸组培效果的影响研究,不同的育苗方法对杂交鹅掌楸成活率的影响研究,不仅要保证苗木的成活率和苗木质量,还要降低经济成本,形成大规模生产的局面。
参考文献
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组培育苗 篇2
关键词：泡桐,丛枝病,脱毒苗,增殖培养,生根培养,轻型基质容器苗
泡桐是我国重要的速生用材树种,具有较高的生态、社会和经济效益[1,2]。由植原体引起的泡桐丛枝病是泡桐生长的严重限制因子,通过温度和茎尖组织培养相结合从组培苗中除去病毒(MLO)的技术已经相当成熟[3,4]。随着林业事业的发展,传统的育苗方式在造林时需要一定时间恢复根系与土壤水分及养分的输送系统,成活率低。为改变这一现状,作为现代育苗体系的代表———容器育苗受到生产者的青睐[5]。容器育苗是提高种苗质量和适应种苗改变供应方式的主要手段,在我国采用此法育苗的时间虽短,但是发展非常迅速[6,7]。与传统的育苗相比,容器育苗具有很多优点,尤其该研究中采用的无纺布容器,其中填充轻型基质,不仅使农林废弃物得到合理应用,还可使苗木根系在起苗、运输、定植时避免受到损伤(折断、失水和扭曲等),具有造林成活率高,造林季节长、无缓苗期等优点[8,9]。该文就组培苗的扩繁、生根培养和容器育苗中的基质配比进行研究,以期为大规模工厂化容器育苗提供依据。
1 材料与方法
1.1 试验材料
在春季或其他生长季节,从田间生长的无丛枝病泡桐植株上剪取健壮的嫩芽或枝条,尤以春季新发的嫩芽条(半木质化)最好。脱毒组培苗由中国林科院林业研究所提供。
1.2 试验方法
1.2.1 外植体的处理与接种。
将剪取的外植体剪成带1~2个腋芽原基的茎段(长约3~5 cm),将大叶剪取后流水冲洗1~2 h,然后在超净台上用75%酒精和0.1%升汞(Hg Cl2)进行消毒,处理时间长短视材料老嫩程度而异,一般酒精处理30 s,0.1%升汞浸泡6~10 min,用无菌水冲洗4~5次,然后将其接种在培养基上进行培养。
1.2.2 脱毒。
将获得的无菌苗继代2~3次后,采用高温处理和茎尖结合的方法获得脱毒组培苗[3,4,10]。
1.2.3 组培苗扩繁。
(1)继代增殖。以MS为继代增殖的基本培养基,附加6-BA 0.5、1.0、2.0、3.0 mg/L;NAA 0.1、0.2 mg/L、IBA 0.2、0.4 mg/L或均加入这2种生长素;白糖3.0%,琼脂0.62%,p H值5.8左右。每个处理6~8瓶,3次重复。(2)生根培养。选择MS作为基本培养基,附加IBA 0.1~0.4 mg/L、NAA生根粉0.1~0.4 mg/L、ABT 0.1、0.2、0.4 mg/L,白糖2.0%,琼脂0.62%,p H值5.8左右。每个处理6~8瓶,3次重复。
1.2.4 轻型基质容器苗的生产。
设4个处理:2/3锯屑+1/3树皮(A);2/3稻壳+1/3锯屑(B);1/3稻壳+1/3锯屑+1/3树皮(C);2/3稻壳+1/3树皮(D)。随机区组试验设计,3次重复,每个处理100株。管理与正常生产相同,15 d后统计成活率、苗高及苗的生长状况等。
2 结果与分析
2.1 不同激素配比对丛芽增殖的影响
将脱毒的组培苗切成带有1~2个腋芽原基的茎段接种到新的芽苗增殖培养基中,4~5 d后可见基部有不定芽萌发,20~25 d后观察结果。随着6-BA浓度的升高,芽的增殖率越大,最高可达8~10倍,当6-BA浓度达到3.0 mg/L时,在继代21 d后茎顶端的生长受到抑制,基部形成大的愈伤组织;加入NAA或IBA后,生长快,茎粗壮,节间较短,基部的愈团减小。由此可见,高浓度的细胞分裂素对芽的增殖有一定抑制作用,添加较低浓度细胞分裂素后抑制作用有所减轻,多种细胞生长素组合培养效果优于单一细胞生长素培养效果,同时在单一细胞生长素中,IBA的效果优于NAA;当6-BA浓度在0.5~1.0 mg/L时,有一定数量的玻璃化苗出现,可能与6-BA浓度稍微偏低有关,这一结果与田国忠等[11]在泡桐C125上的研究结果相一致。因此,该试验的结果表明:MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L+IBA 0.2 mg/L为最佳继代增殖培养基。
2.2 试管芽苗生根的影响
2.2.1 NAA和IBA组合对试管苗生根的影响。
将带有腋芽的茎段接入生根培养基中,7 d左右开始有新根长出,但是生根率和根的状态有一定差异。IBA作用强烈,作用时间长,诱发根多而长,NAA诱发根少而粗[12]。该试验中用IBA、NAA2种生长素诱导泡桐试管芽苗生根,IBA和NAA分别设置0.1、0.2和0.4 mg/L 3个水平,结果表明:低浓度的IBA与NAA组合可以促进泡桐试管苗生根,尤其在附加IBA 0.2mg/L+NAA 0.1mg/L培养基中生根率可达到90%以上,根数为5~6根/株,根多而粗壮,根系发达。
2.2.2 不同浓度的生根粉对试管苗生根的影响。
在培养基中添加IBA 0.2 mg/L和NAA 0.1 mg/L的同时,分别附加ABT生根粉0.1、0.2、0.4 mg/L,试验结果表明幼苗的生根率都能达到100%,各处理对泡桐试管苗生根率并没有显著影响,但是不同浓度对小苗生根的诱导效果有所不同,低浓度的ABT生根较缓慢、颜色深绿、长势较弱,高浓度的小苗健壮、颜色淡绿、根粗且长、根毛较多、长势良好,平均根数为8~10根/株。综合观察认为:MS+IBA 0.2 mg/L+NAA 0.1 mg/L+ABT0.4 mg/L为泡桐试管苗生根的最优培养基。
2.3 容器苗的产业化生产
2.3.1 不同基质配比对组培苗移栽的影响。
试验选用的基质材料均为质量轻、易得到、成本低的农林废弃场,如稻壳、锯屑、树皮。为了比较不同基质配比对泡桐脱毒组培苗质量的影响,30 d后统计其成活率,对苗高和苗的生长状态进行比较分析(表1)。
注:表中的成活率和苗高均取平均值。
由表1可以看出,基质的选择配比对泡桐组培苗质量有很大影响,按各项指标综合结果评判,4种基质效果的优劣顺序为:B>A>D>C。
2.3.2 生根组培苗的移栽。
接入生根培养基中的茎段,待培养1个月后,苗高4~5 cm,根系也比较发达,形成许多侧根。移栽前无需炼苗,将苗从瓶中取出,然后轻轻用清水洗去沾在根系上的培养基,在1%多菌灵溶液中浸泡1 min,移植至已经浸湿的上述轻型基质网袋中;如果根系上的培养基冲洗不干净,琼脂被外界细菌感染发霉,致使泡桐苗的根系腐烂,会降低移栽成活率。在苗木培育过程中,采用苗盘架空或与土壤隔绝的办法,防止苗木根系在容器间串根或穿透容器底部后扎入土壤,从而确保容器内形成极为发达的根系,而且不盘根、窝根,既能起到进一步固定基质的作用,又能有效提高造林成活率和幼苗生长速度。
2.3.3 温室育苗。
移栽后的管理包括水肥管理、温湿控制和病虫害管理等方面。8月底至9月初移栽最好,此时气温在20~30℃之间,之前温棚气温过高而易因病害严重而导致成活率降低,之后则因气温降低移栽苗木未能木质化很难越冬。移栽时基质浇透水,施加一定量的肥料,上面覆盖遮荫网和塑料薄膜(避免太阳光直射),在此期间视其干湿情况适时浇水(图1)。10 d左右掀开薄膜。在移栽早期阶段,尤其在苗木半木质化之前控制茎腐病的发生,实时观察苗木的生长情况,及时进行病虫害的防治[11]。
2.3.4 炼苗。
包括遮荫区炼苗、开放生长区炼苗2个阶段;遮荫区炼苗与温室育苗相当,此阶段的泡桐组培苗最易发生由真菌引起的猝倒病,一旦有发病迹象,可喷施50%多菌灵800~1 000倍液防治。开放区炼苗,在运输组培苗时要注意防风防晒,避免运输途中造成小苗脱水影响其成活率,运输采取密封式,且在运输前要浇1次透水。移栽时要选择少风的阴雨天,可以减少太阳直射,如果遇到晴天,中午要用遮盖物遮荫,早晨与傍晚晾开(图2)。
3 结论与讨论
组培育苗 篇3
1 玉簪快繁的发展现状
该属植物在欧美和日本等国家园林中应用非常广泛, 近年来在我国的园林绿化中也开始大面积使用, 但品种仍局限于So Sweet、Francee、Fragrant Bouquet等年代较为久远的品种, 此外, 传统分株繁殖方法由于受到气候条件、繁殖系数、生长周期和病毒累积等因素的影响, 不能满足商业化的大规模应用。不少科研院所和生产企业从20世纪90年代开始就进行了大量的组培快繁研究[2,3,4,5], 近年来, 上海和广州等一些从事规模化组培苗生产的企业从欧美国家引进了数以百计的新优品种进行订单式生产。
2 玉簪属植物工厂化组培快繁技术
2.1 外植体的取材
2.1.1 取材时间
外植体的取材时间以根茎腋芽休眠期为宜。玉簪的生长周期总体可分为休眠期和生长期。以上海市为例, 1~3月份为休眠期, 3月下旬休眠芽开始展叶、生长, 直至11月份以后叶片逐渐枯黄进入休眠状态。在休眠期, 腋芽的鳞片层层紧密包裹 (见图1A) , 构成了抵御菌类侵入的物理屏障。陈必胜等研究表明, 春季是玉簪开始生长的季节, 因为体内积累了丰富的营养物质和内源激素, 接种后芽点启动率高, 污染率较低[6]。
2.1.2 取材部位
外植体的取材部位应选取根茎腋芽, 以利于保持品种的遗传特性。吴国智等对花叶玉簪分别进行了花蕾诱导和腋芽诱导, 发现花蕾诱导变异率高, 而腋芽诱导产生的不定芽性状稳定, 基本没有发现变异[7]。所以玉簪属植物的离体快繁, 应选取根茎腋芽为外植体, 剥去数层外部鳞片并削去部分基盘 (见图1B) , 通过常规消毒手段, 即可达到较好的消毒效果。
2.2 增殖系数的影响因素
2.2.1 激素浓度对增殖系数的影响
增殖培养多采用MS基本培养基添加不同浓度的6-BA、NAA/IBA、蔗糖及其它附加物。6-BA浓度一般设定为0.5~4.0mg·L-1, 具体视组培苗的状态、生产计划和不同实验室的培养体系而异。在6-BA 2mg·L-1+NAA 0.2mg·L-1的培养基中连续培养, 增殖系数一般可达到3.0以上, 并且生长状态良好。增殖培养中, 可根据订单情况, 适当提高细胞分裂素浓度, 一般不超过4 mg·L-1, 但在生根前的2~3次增殖中, 应降低细胞分裂素浓度至2mg·L-1以下, 以利于生根。研究可知, 6-BA对玉簪不定芽增殖影响最大, 6-BA浓度超过5.0mg·L-1, 繁殖系数呈下降趋势, 有些小苗生长畸形, 表现为植株僵化或叶片发黄皱缩[7,8]。
2.2.2 切割方式对增殖系数的影响
在增殖阶段, 继代苗的处理方法对增殖系数和生长势具有重要的影响。观察发现采用2~3株·丛-1进行丛芽增殖, 稍微切去基部愈伤组织外层, 可以取得较好的增殖效果。采用单芽增殖或者基部愈伤组织切除干净, 继代苗增殖率低且生长势较弱;愈伤组织不切除, 则会影响营养物质的吸收, 同样不利于继代苗的生长。
在增殖阶段, 对粗壮苗及丛生苗进行对劈处理, 是提高增殖系数的有效途径。粗壮的组培苗由于茎秆粗, 生长势好, 从茎秆中部对劈后破坏了原种苗的顶端优势 (见图1C~D) , 从而有利于侧芽的诱导。但对劈后诱导的侧芽需要2~3个周期方能达到生根规格, 所以是否采用对劈的方法要视种苗长势和订单情况而定。
A:玉簪休眠芽;B:外植体消毒;C:粗壮芽进行对劈;D:诱导根茎腋芽;E:发货包装;F:玉簪移栽苗A:Sleeping bud of Hostaes;B:Disinfection of explants;C:Splited thick bud;D:Induction of rhizome lateral bud;E:Hosta take good roots;F:The landscape of transplanting seedlings
2.3 生根系数的影响因素
玉簪属植物比较容易诱导生根, 实践中发现, 在添加了浓度为0.05~0.20mg·L-1 NAA的MS或1/2MS培养基中均生根良好 (见图1E) 。研究表明, 玉簪在一定浓度的ABT、NAA和IBA中均能诱导生根[7,8,9], 在生产中应根据不同品种个别调整。但在规模化生产中, 为了生产出标准一致的种苗, 一般还通过增加壮苗环节来实现。
壮苗环节一般将6-BA的浓度控制在0.2~1.0mg·L-1, 培养28~42d, 再挑选标准一致的种苗进行生根培养。通过壮苗培养, 可以降低组培苗体内累积的细胞分裂素浓度, 不但有利于得到一致性较好的种苗, 还有利于后期生根移栽。经过壮苗阶段的组培苗移栽后呈现出前期侧芽少、生长快、一致性好的特点;而不经壮苗阶段直接生根的组培苗移栽后出现侧芽多、生长慢、有缓苗期的现象, 这可能与组培苗增殖阶段细胞分裂素的累积有关。
2.4 光照强度的调节
玉簪属于阴生花卉, 在组培过程中应根据不同的培养阶段调节光照强度, 以达到较好的增殖系数和生长状态。在增殖阶段, 光强宜控制在1 000~1 500lx, 光照时间为12h;在壮苗和生根阶段, 光强应控制在2 000~3 000lx, 光照时间为12h, 可以促进种苗健壮生长。对花叶玉簪而言, 培养后期增强光照强度可以加强花叶玉簪的叶片颜色, 便于分辨、剔除变异植株。
2.5 变异苗的处理
玉簪属植物组培过程中的变异苗主要是指在继代过程中原有植株叶片形状、颜色的改变等尤其是花叶玉簪, 由于其在遗传、生理上与常规玉簪品种有一定的差异, 控制叶片色彩性状的基因在激素刺激下容易发生变异而失去花叶特征[4], 因此如何在组培过程中保持原种苗的优良性状是花叶玉簪工厂化育苗中的重要课题之一。
实际生产中主要是通过控制外植体取材、调节激素浓度并在继代中不断进行变异苗筛选来降低变异率、保证原种苗的纯度。外植体取材一般选取根茎腋芽而非花蕾和叶片等外植体有效地降低变异率。Meyer等研究表明, 花叶玉簪品种不适宜采用经过愈伤脱分化阶段繁殖, 主要是由于叶色嵌合性状易发生变异[10]。虞耀瑾等研究表明, 玉簪茎尖生长锥具有比较明显的“原套-原体”结构, 叶片嵌合体的变异与生长锥的结构有关。花叶玉簪的组织培养须以促进腋芽增殖产生小苗为主要的繁殖途径[4]。因此, 在继代培养中应控制细胞分裂素浓度在4 mg·L-1以下, 尽量采用“芽繁芽”的方法进行生产, 以降低变异率。但在继代过程中, 在诱导产生侧芽的同时常伴随有愈伤及不定芽的产生, 不定芽的变异率视不同品种而异, 但大部分品种不定芽也具有较好的遗传稳定性。所以在生产中, 应总结不同品种特性, 不断筛选, 以保证较好的品质和增殖系数。
2.6 移栽及发货包装
玉簪生根培养21d左右, 根系长度可达2~3cm, 根据订单需要, 可进行包装发货或者移栽温室。组培苗直接发货时, 可以带培养基的袋苗发货, 也可以将试管苗基部培养基清洗干净, 整齐地放入垫有吸水纸的塑料容器内, 试管苗的根部朝向吸水纸的一侧 (见图1E) 。夏季高温时, 包装箱内视发货距离远近放2~4块冰袋以降低箱内温度。温室移栽时, 也须洗净根部培养基, 再移植入草炭:珍珠岩比例为3∶1的穴盘中。控制好温度和湿度, 并定期喷施杀菌剂, 成活率接近100%。穴盘苗生长2~3个月后移栽入花池或苗圃, 可形成漂亮的地被景观 (见图1F) 。
2.7 综合评定
玉簪属植物的组培生产还有其它花卉种类不可比拟的优点: (1) 玉簪为多年生宿根花卉, 订单外的组培苗可进行移栽后出圃, 减少材料浪费、降低经营风险。与切花类的组培苗不同, 玉簪移栽后主要作为地被植物用于园林绿化, 移栽后地苗的出售一般以腋芽数目来计算, 所以玉簪移栽后可以短期出售也可以长期出售, 降低了经营风险。 (2) 玉簪在组培过程中, 对于继代周期和生根周期要求不严格, 便于进行生产调整。玉簪的继代周期一般在53d左右为宜, 但延长至70d仍能保持较好的状态;生根周期一般15d即可, 但延长至42d移栽后仍能保持较高的成活率。
3 结论
玉簪属植物的组培快繁技术难度较小, 可行性较高, 在新优品种的开发推广上便于进行规模化组培快繁。近年来, 欧美国家玉簪需求量巨大, 并不断有新的玉簪品种推出, 为我国一些进行代工生产的组培企业提供了契机。在规模化组培中, 由于生产品种多, 生产周期有松有紧, 玉簪属植物这种适应性强、便于调控的生长特点对于组培工厂整体的生产调节具有重要意义。
摘要：为研究玉簪植物工厂化组培苗培育苗的关键环节, 加快其快繁技术的发展, 基于玉簪属植物离体快繁方面的研究成果, 结合规模化组培快繁生产实际, 阐述并总结了玉簪属植物组培快繁中的关键技术, 以期为玉簪属植物组培苗的标准化和产业化生产提供依据。
关键词：玉簪,组培苗,概述
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组培育苗 篇4
杉木 (Cunninghamia Lanceolata Hook) 是我国特有的用材林树种。生长快、材质好、用途广、产量高, 是林农喜欢种植的造林树种。在1000多年的种植过程中, 经过不断的杂交与选择, 留下了很多表现较好的优良无性系。为加快这些优良无性系在林业上的繁殖应用, 红河州国营芷村林场在云南省率先开展了对杉木优良无性系组培快速繁殖育苗技术研究。经过近三年多的不断探索, 总结出了适合云南省杉木优良无性系组培快速繁殖育苗的技术成果。
2 材料与方法
2.1 材料
(1) 从福建省洋口国有林场优良无性系中选择“洋林020”、“洋林061”、“洋林062”。
(2) 从本地优良无性系中选择4个 (暂编“红林001”、“红林002”、“红林004”和“红林005”。
2.2 方法
根据前人的研究结果, 基本培养基以MS培养基为基础稍作改良, 培养pH值为5.8, 卡拉胶5g/L, 激素浓度单位为mg/L, 培养条件为 (25±2) ℃, 光照12~14h/d, 光照强度1600lx。各试验均进行3次重复, 表中数据均为3次重复的平均值, 方差分析用计算器计算获得。
2.2.1 试验基本流程
(1) 材料采集; (2) 外植体表面灭菌; (3) 诱导培养; (4) 继代增殖培养; (5) 壮苗培养; (6) 生根培养; (7) 出室炼苗; (8) 移栽培育和栽后管理; (9) 建立生产技术体系。
2.2.2 试验方法
(1) 材料采集。材料采集自优良无性系母树靠基部的萌芽条。采集时间分为干季 (当年10月之后, 来年5月雨季来之前) 和雨季两种, 一般在下午进行采集, 根据试验结果对采集时间进行选择。
(2) 外植体表面灭菌。材料采回后, 剪去全部针叶 (叶柄基部留2~3mm短柄) , 然后切成2~6mm的带芽茎段, 用洗洁精或洗衣粉洗3~5min, 用流水冲洗2~3h, 再用0.08%~0.12%HgCl2进行灭菌, 最后在超净台用无菌水清洗8~10次, 根据试验结果对灭菌时间进行调节优化。
(3) 诱导培养 (初代培养) 。对外植体表面进行清洗后, 先将茎的一端或两端切去少许, 再将剩下部分切成2cm左右的带芽茎段接入不同的诱导培养基中进行腋芽诱导培养。培养基采用3/4MS, 蔗糖2%, 添加的KT浓度为0.3~1.2mg/L, NAA浓度为0.05~0.15mg/L。接种完成后先进行暗培养72h, 再进行光照培养, 光照时间12h/d, 各处理按40d的出芽指数 (发生芽的外植体上的平均出芽数) 、芽平均高 (全部芽长度总和除以芽总数) 、诱导率进行统计结果, 再根据结果对诱导培养基进行调节优化。
(4) 继代增殖培养。初次培养40~50d后, 新芽长到2cm以上时, 即可将其转入继代培养基中进行培养, 培养基采用3/4MS, 蔗糖3%, 6-BA浓度为0.1~0.7mg/L, NAA浓度为0.01~0.1mg/L, 各处理按40d的出芽指数 (发生芽的外植体上的平均出芽数) 、芽平均高 (全部芽长度总和除以芽总数) 统计结果, 根据试验结果对继代培养基进行调节优化。
(5) 壮苗培养。继代培养40d后, 剪取继代苗中高2~3cm, 生长健壮的芽接入壮苗培养基中进行培养, 基本培养基采用1/2~3/4MS, NAA的浓度为0.03~0.06mg/L, 蔗糖浓度2%, 碳粉浓度0.5g/L, 根据试验结果对壮苗培养基进行调节优化。
(6) 生根培养。在继代培养40d后或壮苗培养30d后的瓶苗中, 选取高3cm以上, 生长健壮的植株为材料进行生根试验, 基本培养基采用1/2MS, 蔗糖浓度2%, NAA的浓度为0.01~0.03mg/L, NAA的浓度为5~15mg/L, 各处理按40d的生根指数 (发生芽的外植体上的平均出根数) 统计结果, 根据试验结果对生根培养基进行调节优化。
(7) 黄化率控制。组培过程中, 组培苗黄化是一个值得重视的问题, 轻者可影响繁殖速度, 重者可导致整个组培生产的失败。分别选择不同培养基配制用水、不同生长素NAA的浓度和不同接种人员等因素作对比试验, 通过试验进行优化选择。
(8) 出室炼苗。经过生根培养30d以上的苗便可进行出室炼苗和移栽, 炼苗时间一般15~20d。
(9) 移栽及栽后管理。移栽基质选择生土、轻基质或熟土。基质在使用前用3%的高锰酸钾溶液进行充分消毒灭菌, 移栽后除及时浇水外, 应在苗床上搭建小拱棚和拱棚上加盖50%遮阴网。
移栽后10d左右, 喷施一次生根促进剂、一次杀菌剂。以后每隔一周施一次杀菌剂, 并注意保温保湿。这样管理到1个月 (冬季可到2~3个月) 后, 先在下午打开棚门, 早上关上, 5~7d后选择一个阴天拆除拱棚和遮阴网, 以后就按一般苗木进行管理。
2.2.3 适合产业化组培育苗杉木无性系的选择
根据外植体的诱导率、继代增殖倍数、继代苗生长速度、生根率、移栽后的生长情况对杉木无性系进行筛选, 本试验选择7个杉木优良无性系进行试验, 根据试验结果进行选择。
3 结果与分析
3.1 材料采集与诱导培养
3.1.1 采集季节、天气条件和灭菌时间对外植体诱导的影响
试验结果列于表1。从表1中可以看出, 诱导培养中萌芽条采集的季节、气候条件和表面灭菌时间对诱导结果有很大的影响。一般是:干季、晴天采集的萌芽条比较容易灭菌, 污染率为37.7%, 诱导率达40.8%, 而湿季采集的萌芽条比较难灭菌, 污染率达52.3%, 诱导率26.05%。特别是阴雨天采集来的萌芽条最难灭菌, 污染率达到71%, 诱导率仅有8.3%%。干季、晴天采集的萌芽条采用8~10min较好, 而夏季、雨水天采集的萌芽条需要10~12min较好。用0.1%HgCl2灭菌可达到理想的效果。
注:HgCl2浓度为0.1% (下同)
3.1.2 KT浓度对外植体诱导和新芽生长的影响
培养基是组培苗木生长的土壤, 培养基中的激素浓度对芽的诱导和生长具有重要的作用。表2列出了5种培养基对芽的诱导和生长的影响。从表2可知, 添加不同浓度的细胞分裂素KT的培养基、外植体的萌动率和生长状况有较大的差异。从诱导率和萌芽率来看, 一般在0.5~0.8mg/L之间诱导效果较好。
注:基本培养基用3/4MS
3.1.3 不同无性系对诱导结果的影响
诱导结果除受培养条件的影响外, 还受本身基因型条件的影响。表3列出了3个无性系在同一培养条件下的试验结果, 从表3可以看出, 无性系在诱导率、生长速度和平均出芽个数之间存在较大差异。以洋林020无性系的诱导率最高, 新芽生长速度最快, 平均出芽数也最多, 分别比平均值高8.3%、0.4%、0.75%。
通过对7个无性系的诱导试验结果进行方差分析 (表4) 表明, 在同一培养条件下, 不同无性系之间的诱导率达到极显著差异水平, 而各重复之间无显著差异。
3.2 继代增殖培养
3.2.1 KT和NAA对继代增殖培养的影响
表5列出了KT和NAA浓度配比对继代增殖培养的影响, 继代增殖倍数以3代后计算, 继代增殖倍数为:每个芽处理的总数/第一次转接时芽个数/继代次数。
注:基本培养基为3/4MS。
从表5中可以看出, 随着激素总浓度的增加, 芽的生长速度逐渐减慢, 丛生芽比例增多, 有效苗比例减少。KT浓度保持不变时, 随着NAA浓度的增高丛生芽的高生长速度稍有减慢, 当NAA浓度为0.05mg/L时, 芽的高生长有明显减慢, NAA浓度保持在0.03~0.05mg/L时效果较好;当NAA浓度保持不变时, 随着KT浓度的增高, 丛生芽数量增多, 芽的高生长减少, 有效苗的比例减少, 当浓度在0.7mg/L以上时, 丛生芽出现较轻微的玻璃化现象, 丛生芽的高生长受到抑制, KT应保持在0.3~0.5mg/L时效果较好。
从上述分析可知, 生长素NAA主要影响继代增加殖苗的高生长, 细胞分裂素KT主要影响继代增殖的倍数。同时, 由于继代增殖培养次数的增加, 继代苗中的激素会出现累积, 所以, 随着继代次数的增加, 应逐渐减少培养基中的激素浓度。
3.2.2 大量元素浓度对继代增殖培养的影响
在组织培养中, 不同各植物甚至同种植物的不同无性系之间所需的营养元素的种类、浓度及其比例都不同, 通过对杉木继代增殖培养基中大量元素浓度进行试验, 结果见表6。
从表6中可以看出, 培养基中大量元素浓度对继代苗的生长有重要影响, MS浓度过高时, 连续培养2代以上后苗木会逐渐出现变黄死亡;而过低时, 继代苗会随着继代次数的增加逐渐变细变弱;培养基大量元素浓度一般保持在1/2~3/4MS之间较适合。
3.2.3 不同无性系对继代增殖培养的影响
在同一培养条件下, 对无性系进行继代增殖培养对比试验, 试验结果表明:各无性系的生长增殖有较大的差异, 其中以洋林020的长势较好, 增殖倍数较高, 明显优于其它无性系。通过对7个无性系的继代增殖试验结果进行方差分析 (表7) 表明, 7个无性系之间的继代增殖倍数差异达到极显著水平, 说明无性系的继代增殖倍数受自身基因型的影响, 增殖速率存在着真实差异;同时, 不同重复间的增殖倍数也达到显著的差异, 说明同一个无性系, 在不同的继代代数之间, 由于苗木幼化程度、组织分生能力的不同, 其增殖倍数也会有差异。
由上述分析可知, 在做杉木继代增殖时, 一个继代增殖培养基一般只适合于一个无性系的继代增殖培养, 且同一无性系, 在不同代数的继代增殖培养中, 培养基也需要进行适当微调。
3.2.4 继代增殖苗的黄化控制
(1) 培养基配制用水对组培苗黄化的影响。表8列出了5种水质对培养基pH值及组培苗黄化的影响情况, 从表8中可以看出, 5种不同质地的水主要通过影响灭菌后的培养基pH值进而影响到组培苗的生长。其中, 以用蒸馏水配制的培养基黄化率最低, 仅7.45%, 过滤水次之, 为7.58%;以用地下水 (井水) 配制的培养基黄化率最高, 达到了31.47%, 自来水次之, 为28.73%。
注:基本培养基为3/4MS, 试验由同一人接种, 每个处理接种60瓶, 重复3次, 接种30d调查黄化率
(2) 生长素NAA浓度对组培苗黄化的影响。表9列出了NAA的5种不同浓度对组培苗黄化的影响情况, 从表9中可以看出, 在增殖培养基中添加不同浓度的生长素NAA会对组培苗的黄化有影响。通过对5种浓度NAA黄化率的试验结果进行方差分析 (表10) 表明, 当NAA浓度达到0.1mg/L以上时继代苗的黄化现象达到极显著的程度。一般适宜添加浓度在0.03~0.06mg/L之间。
(3) 不同接种人员对组培苗黄化的影响。表11列出了10个不同接种人员对苗木黄化率的影响情况。从表11中可以看出, 不同的接种人员, 因技术熟练程度不一样, 接种出的继代增殖苗黄化率有较明显的差异, 最低的1.94%, 最高的可达15.6%。
注:试验由同一人接种, 每种培养基接种60瓶, 重复3次, 接种30d调查黄化率
注:基本培养基为3/4MS, 所有接种人员均接种同一批瓶苗, 接种后30d调查黄化率
3.3 壮苗培养
通过壮苗培养试验, 结果表明壮苗培养基与继代增殖培养基一样, 不同的无性系需要不同的壮苗培养基。洋林020用3/4MS+NAA 0.03mg/L+蔗糖2%培养基进行壮苗培养效果较好;而洋林061、洋林0.62、红林001、红林002、红林004和红林009无性系则用1/2MS+NAA 0.05mg/L+蔗糖2%培养基进行壮苗培养效果较好。
3.4 生根培养
3.4.1 单一生长素对生根的影响
表12列出了培养基中添加单一激素IAA、IBA和NAA等对生根的影响, 从表12中可看出:3种激素的生根培养基对生根有比较明显的促进作用, 生根率得到提高, 从17.8%提高到76.5%, 生根时间缩短。其中添加生长素IBA的生根培养基生根率较高, IBA的浓度为5~10mg/L时生根率为38.6%~76.5%, 生根所需时间较短, 一般在25d左右, 而且根长适中;添加生长素NAA的生根培养基中, 生根效果较差, 生根所需时间较长;另外, 从表12中还可看出生根率随着所添加的激素浓度变化而变化, 组培苗的生根率随着培养基中激素浓度的增高而提高, IAA、IBA在5~10mg/L时效果比较好, 生根率较高, 生根所需时间较短, 当浓度超过10mg/L时生根率下降, NAA在0.05~0.1mg/L时效果比较好, 超过0.1mg/L时生根率下降。
注:培养基为1/2MS
3.4.2 多种生长素对生根的影响
生根培养基中单一生长素, 生根效果不太理想, 生根率不高, 生根所需时间较长。表13列出了三因素三水平正交试验9个处理对组培苗生根的影响, 从表13中可以看出, 不同处理之间组培苗的生根率差距比较大, 处理5的生根率最高, 达到80.7%, 处理1和处理8最低, 只有26.9%;不同处理之间的生根时间、平均根数和平均根长存在着一定差异, 基本都在30d, 平均根数1.82条, 平均根长1.62cm。经对试验结果进行方差分析 (表14) 表明, 各处理之间的差异达到极显著水平, 重复之间差异不显著, 说明生根率在不同浓度和比率的生长素的培养基中存在着差异;同时由方差分析表15可知, 生长素之间的交互效应和生长素NAA对生根率的影响达到极显著差异水平, 说明了各生长素的浓度和它们之间的比率以及NAA的浓度对组培苗的生根影响较大。
由以上试验及分析可知, 杉木组培苗生根的生理过程较为复杂, 在这过程中对培养基添加生长素有较严格的要求, 一般添加IBA1~3mg/L、NAA0.05~0.08mg/L和IAA2~5mg/L的培养基生根效果比较理想。
3.5 炼苗及移栽
生根瓶苗在培养室培养到30d左右, 当根长约0.5cm时转移到过渡性温室大棚中进行炼苗, 炼苗约15d当小苗长到4cm以上, 根长约1.5cm且根系发达, 叶色浓绿时, 用高锰酸钾消毒水进行培养基清洗, 然后移栽到经过消毒的苗床中, 移栽完成后浇透水, 并在苗床上加盖棚膜和遮阳网。在炼苗过程中, 因云南省大部分地区气候较干燥, 空气湿度明显不足, 要注意不要开瓶炼苗, 可将炼苗时间适当延长。
3.5.1 不同基质对移栽效果的影响
不同的基质对移栽效果有较明显的影响, 表16列出了不同基质对移栽效果的影响情况, 从表16中可以看出:不同基质的移栽效果不同, 以生土的移栽效果最好, 成活率达到95%, 以熟土的成活率最低, 只有64%。
3.5.2 不同移栽季节对移栽效果的影响
不同的移栽季节 (在云南主要分为旱季和雨季) 对移栽效果有较明显的影响。表17列出了不同移栽季节用生土和轻基质移栽的效果情况。从表17中可以看出, 不同的季节移栽效果差异较大, 以旱季用生土移栽的效果最好, 成活率达到97%, 以雨季用轻基质移栽的效果最差, 成活率只有32%。
另外, 在移栽基质选择中还应注意:生土肥分较差, 保水性一般, 应勤施肥;轻基质保水性差, 肥分一般, 应注意保潮;熟土肥分和保水性较好, 但含杂菌较多, 应注意做好消毒灭菌工作。
3.6 组培苗木生产技术体系的建立
组培苗木要进行大规模工厂化生产, 需要在技术上进一步完善, 才能达到工厂化育苗的水平, 对已经进行组培快繁技术研究的杉木优良无性系新品种需要进一步筛选, 使筛选出来的无性系能在林业建设中发挥更大的作用。
从表18中可以看出, 7个参试的无性系中, 以洋林020最适合组培生产, 其次为红林005。
4 小结与讨论
(1) 通过上述分析可以看出, 在云南省以杉木优良无性系进行组培养育苗, 在选择好较适合组培的杉木优良无性系后, 材料采集时尽量在干季、晴天, 采下的材料用0.1%HgCl2灭菌10~12min;诱导培养采用3/4MS+KT0.5~0.8mg/L+Vc50mg/L+C1000mg/L+糖30%作培养基;继代增殖培养用3/4MS+KT0.1~0.3mg/L+NAA0.03~0.05mg/L+Vc50mg/L+糖30%作培养基;壮苗培养用3/4MS+NAA 0.03mg/L+蔗糖2%作培养基;生根培养用1/2MS+IBA3~5mg/L+IAA2~5mg+NAA0.05~0.08mg/L+Vc50mg/L+糖20%作培养基;培养条件为温度25±20C, 光照12~14h/d, 光照强度1600lx;炼苗时间10~15d, 可视情况开盖炼苗2d;移栽时选择少雨的冬春季节, 用生土或轻基质作移栽基质, 对土壤充分杀菌消毒, 并在苗床上加盖棚膜和50%遮阳网以确保组培苗的成活。
(2) 云南省各地水源中, 水质呈微碱性或碱性的较多, 且离子浓度较高, 不能直接用作配制培养基的用水, 应选用去离子水或纯水。
(3) 在杉木组培育苗过程中, 应注意控制污染苗、黄化苗的发生比例以确保组培生产的顺利进行。
(4) 杉木优良无性系组织培养育苗技术作为一项新兴的育苗技术, 技术性较强, 但这项技术的应用对林业生产具有重大意义。 (1) 无性系组培育苗可缩短杉木优良品种的苗木繁育期, 尽快为林业生产提供优质苗木, 解决林业上使用良种苗“难”的问题。 (2) 组织培养所用繁殖材料少, 繁殖速度快, 能在短时期内为林业繁育出大量可供造林的优质苗木, 解决林业上使用良种“贵”的问题。 (3) 组培育苗也称工厂化育苗, 大部分工作在室内完成, 育苗不受季节影响, 可全年进行生产。 (4) 组培育苗繁殖后代整齐一致, 并能保持原有品种的优良性状, 一方面造林密度可以降低, 可减少部分造林、抚育投资, 另一方面为林业上营造高品质杉木林分, 创造高效林业打下基础。 (5) 组培培育的杉木小苗移栽入营养袋后可培育成袋苗, 在造林上可少受自然环境中恶劣天气的影响。 (6) 杉木无性系组培快繁育苗技术在林业上的推广应用, 可带动行业中对其他树种优良品系的繁殖育苗, 从而加快林业的良种化发展。
摘要：对云南省杉木优良无性系组培快繁育苗技术进行了研究, 从不同的材料采集和诱导培养、继代增殖培养、壮苗培养、生根培养、炼苗和移栽等方面分析了不同条件下苗木的移栽效果, 为杉木无性系组培快繁育苗, 提供重要的参考价值。
关键词：杉木,优良无性系,育苗
参考文献
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