蝴蝶兰的组培快繁技术

蝴蝶兰的组培快繁技术（共9篇）

蝴蝶兰的组培快繁技术 篇1

铁皮石斛(Dendrobium candidum Kmiura et Migo)为兰科气生草本植物,又名黑节草、铁皮枫斗、千金草,为石斛之极品[1]。铁皮石斛作为传统名贵中药材,主要分布于我国浙江、云南、安徽和福建等地,其植株中含有石斛碱、石斛次碱等生物碱及次甲基石斛素、石斛醌、挥发油和多糖等成分,具有滋阴清热、生津益胃、润肺止咳、润喉明目、延年益寿之功效,被称为中华九大“救命仙草”之首[2,3,4,5,6]。铁皮石斛因具有很高的药用价值,使得其具有较高的经济价值,目前国际市场干品价已达1 000美元·kg-1以上[7]。

野生铁皮石斛对生长条件要求苛刻,自然条件下种子萌发率较低,加之过度采挖,如今野生资源匮乏,已成为了濒危物种。铁皮石斛传统的无性繁殖系数低,无法满足大规模栽培的需求[8]。因此,探寻快速有效的繁殖方法势在必行。该文以铁皮石斛茎段为材料,研究不同的培养基种类、植物生长调节剂及浓度对其发根、生长和增殖的影响,并对试管苗驯化后适宜的栽培基质进行了筛选,旨在提高铁皮石斛的繁殖系数和移栽成活率,为工厂化育苗提供科学依据。

1 材料与方法

1.1 材料

试验所用材料为2007年引自浙江乐清铁皮石斛。

1.2 方法

1.2.1外植体消毒体系的建立

选择长势旺盛的幼嫩枝条,除去所有叶片,切取除顶芽外的幼嫩茎段作为外植体。把经过预处理的材料在无菌条件下,放入75%酒精中,约30s后用无菌水冲洗2~3遍,再用0.1%的升汞浸泡,消毒时间分别为2、4、6、8和10min,共5个处理,消毒过程中,轻轻晃动三角瓶,使药液与外植体充分接触,然后用无菌水冲洗5遍。将材料切成1cm左右的茎段,接种于配制好的培养基中,每组接种10瓶,每瓶1个茎段,重复3次,7d后统计成活率。

1.2.2 不同基本培养基对铁皮石斛生长的影响

选择MS、B5、SH和White为基本培养基,各添加BA 2.0 mg·L-1、NAA 0.5 mg·L-1、蔗糖30.0g·L-1及琼脂粉5.5g·L-1,共4 个处理。pH5.8,培养温度为25℃,光照强度2 000lx,光照时间16h·d-1,每个处理接种5个带节的茎段,培养60d后统计试管苗鲜重、干重和株高。

1.2.3 BA和NAA组合对铁皮石斛丛生芽增殖的影响

以MS为基本培养基,加入BA和NAA,其浓度分别为0、1.0、2.0、3.0mg·L-1和0.5、1.0、1.5mg·L-1,两者完全随机组合,以空白为对照,附加蔗糖30.0g·L-1和琼脂粉5.5g·L-1,pH5.8,培养条件及调查方法同1.2.2。

1.2.4 IBA浓度对铁皮石斛生根的影响

以MS为基础培养基,附加蔗糖20.0g·L-1、琼脂粉5.0g·L-1和活性炭1.0g·L-1,再加入浓度分别为0、0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0、4.0、5.0和6.0mg·L-1的IBA,pH5.8,共10个处理,培养条件及调查方法同1.2.2。

1.2.5试管苗移栽基质的选择

打开已发好根的试管苗培养瓶盖,注入一定量的自来水,在驯化室炼苗3~4d,用温清水洗净根部的培养基,分别移栽到草炭土、河沙、蛭石、苔藓中,共设置4个处理。基质事先灭菌后使用,移栽的铁皮石斛放于塑料小拱棚内,覆盖40%双层遮阳网,白天温度控制在25℃左右,夜间23℃左右,空气相对湿度最初为100%,然后慢慢降低,15d后揭去塑料膜,进行常规管理,45d后调查成活率和生长状况。

1.2.6数据分析

采用Excel和SPSS 17.0邓肯氏新复极差法进行比较分析,显著水平P≤0.05。

2 结果与分析

2.1 不同消毒时间对铁皮石斛成活率的影响

使用同一浓度的酒精对铁皮石斛嫩茎消毒30s后,随着升汞消毒时间的不同,外植体的成活率不同。从表1可以看出,升汞消毒时间过长或过短均不利于芽的成活。在消毒6 min时,成活率最高,达到85%。

2.2 基本培养基种类对铁皮石斛增殖的影响

所有处理的外植体在培养15d左右时,节间的腋芽开始突出,并逐渐伸长,但是分化的数目不多。新长出的小芽一般为黄绿色,随着培养时间的延长逐渐转为深绿色,而后继续生长成深绿色的成苗。

从表2可以看出,在MS和SH培养基中,铁皮石斛的成苗数、鲜重和干重显著高于White和B5培养基,两者之间无显著差异;MS培养的节数和株高显著高于SH、B5和White;MS培养基中芽数分化最多,达到2.08 个,显著高于SH和White培养基,但是与B5之间差异不显著。

调查发现,SH培养基中大部分成苗弱小、叶色发黄、生长势较弱,相比之下,MS培养的试管苗颜色深绿,生长旺盛。综上所述,铁皮石斛丛生芽的诱导和生长要求营养成分比较全面的培养基,而B5和White培养基成分简单,不利于健壮芽的诱导和生长。

注:小写字母为0.05显著水平的多重比较结果。下同。Note:The lowercases mean significant multiple comparisons at 0.05level.The same below.

2.3 激素种类和浓度对铁皮石斛增殖的影响

以MS为基本培养基,分别添加不同浓度的NAA和BA,以空白为对照,比较不同浓度配比对铁皮石斛增殖的影响。从表3可以看出,在增殖芽数方面各处理间差异不明显,都有一定数量的增殖。处理3与处理8以及处理4与处理5的株高无显著差异,但显著高于其它处理。处理3的鲜重与处理8无显著差异,但显著高于其它处理。处理3与处理8的干重无显著差异,且二者显著高于除了处理10以外的其它处理。从经济方面考虑,选择处理3,即MS+1.0mg·L-1BA+0.5mg·L-1NAA为铁皮石斛增殖的适宜培养基。

2.4 生长素浓度对铁皮石斛生根的影响

除对照外,不同的IBA浓度处理,其铁皮石斛的生根率均达到100%,但对根和地上部的生长有差异。从表4可知,3.0mg·L-1的IBA诱导出的铁皮石斛根最多,达到14条,根长、根鲜重和干重均显著高于其它处理。通过调查地上部的生长状况发现,3.0 mg·L-1IBA处理的株高、地上部鲜重及地上部干重也明显优于其它处理;2.0mg·L-1IBA处理的成苗数最多,与0、1.5、2.5、3.0、5.0、6.0mg·L-1IBA处理间无显著差异;4.0mg·L-1IBA处理的丛生芽数最多,与0和1.0mg·L-1IBA处理间差异显著,而与其它处理间差异不显著(见表5)。

2.5 移栽基质对铁皮石斛试管苗生长的影响

试管苗因一直生活在无菌、温湿度适宜、营养物质充足的培养基中,对外界环境的适应性较差,因此,选择适宜的栽培基质对提高其移栽成活率至关重要。试验对石斛试管苗在4种栽培基质中的生长状况进行了比较。由图1可知,单独使用苔藓作为铁皮石斛试管苗移栽的基质,其成活率高达96.3%,生长发育状况最好;其次为蛭石,移栽成活率达到90.6%,但幼苗的颜色发黄、细弱;草炭土和园土虽富含无机和有机元素,但其透水、透气性差,移栽成活率较低。因此,铁皮石斛试管苗驯化移栽的最适基质为苔藓。

3 结论与讨论

铁皮石斛常年生活在高温高湿的环境中,且与一些菌类有共生关系,所以外植体上容易滋生杂菌。用漂白粉等常规方法对外植体消毒效果不理想,因而选用杀菌效果较强的0.1%升汞进行消毒,并适当延长杀菌时间效果较好,但切忌时间过长不利于外植体的成活。

植物生长调节剂是培养基中的关键成分,虽然用量很小,但在植物组织培养中起着重要的调节作用[9]。组培中通常使用的激素有生长素和细胞分裂素,而NAA和6-BA组合常用于诱导原球茎,该试验研究了NAA和6-BA组合对铁皮石斛增殖的影响,结果表明NAA与6-BA组合诱导丛生芽效果比单用NAA好,MS+1 mg·L-1BA+0.5mg·L-1NAA的组合对铁皮石斛增殖效果最佳。因此,生长素和细胞分裂素的浓度对铁皮石斛形态分化起着极其重要的作用。

许多研究证明[7,9,10,11],生长素是诱导试管苗生根最重要的影响因子,它对不定根的分化是必需的,第一个根原细胞分裂有赖于生长调节物质的存在。较常使用的生长素主要有IBA、NAA和IAA。蒋向辉等[7]认为IBA进入植物组织后可迅速被氨基酸结合而成为无活性的结合态生长素,或转化为IAA而起作用。该研究表明,IBA在诱导不定根的发生方面能力较强,诱导生根率均可达100%,当IBA为3.0mg·L-1时效果最佳,平均根数达14条,根长为3.57cm,植株叶色浓绿,茎秆粗壮。但随着浓度的升高,生根率及其它方面的指标均有不同程度的下降。该试验只研究了IBA浓度对发根的影响,有关NAA与生长素以及生长素的相互组合对生根的诱导效果有待于进一步研究。

蝴蝶兰的组培快繁技术 篇2

【摘要】目的建立金线莲快繁体系。方法以茎段为外植体，开展了茎段不同部位、培养基、激素、有机物和活性炭对不定芽增殖、幼苗生长的影响研究，并进行了移栽试验。结果外植体以不含顶芽和长根的中间段茎节为好；不定芽增殖最佳培养基配方为MS（或B5）+BA3.0 mg/L +NAA0.5～1.0 mg/L，两个月增殖倍数达5.0以上；壮苗最适培养基为1/2MS＋NAA3.0 mg/L＋6-BA 0.5 mg/L＋香蕉提取物20%（或椰子汁20%）；试管苗移栽适宜的基质为菜园土1份＋2～3 mm粗砂2份（或1份）＋木屑1份（或2份），3个月成活率均达100%，且生长良好。结论采用上述方法，能实现金线莲幼苗的快速繁殖。

【关键词】金线莲； 快速繁殖； 增殖； 生长； 移栽

金线莲Anoectochilus roxburghii（wall.）lindl为兰科开唇兰属多年生草本，别名金蚕、金线兰、金线虎头蕉等，是我国传统珍贵药材，素有“金草”“神药”“乌人参”等美称，在民间应用范围较广，广泛应用于风湿性关节炎、高血压病、糖尿病、肾病等疑难杂症的治疗和强身健体、病后体虚恢复等方面，在浙江、福建、台湾等省和东南亚地区被视为珍稀名贵药材，特别在台湾省更是备受青睐，被称为“药中之王”［1，2］。

金线莲种子微小，由未成熟的胚及数层种皮细胞构成，自然萌发率和繁殖率低，目前市场上货源主要来自于野生采挖，产品一直处于供不应求的状况。近年来，随着对其药效学和临床应用研究的深入，对金线莲药用价值的认识进一步提高，其市场货源紧缺的状况更为严峻，野生资源也不断遭到破坏性采挖，以致于处于濒临灭绝之地。本研究旨在采用组织培养技术，解决金线莲种苗来源，加快人工栽培，以保护金线莲野生资源、稳定市场供应。现将有关实验结果如下。

1材料与方法

1.1材料无菌繁殖体系的建立为浙江金线莲野生种源，其它实验为继代培养的不定芽及无根幼苗茎段。

1.2无菌繁殖体系的建立 取生长健壮、无病虫害的植株，去叶后放入低浓度的洗衣粉水中漂洗3～5 min，然后用流水冲洗30 min。在超静工作台前，用75% 酒精湿润5～6 s，放入0.1%的HgCl溶液灭菌12～13 min，用无菌水冲洗5～6次。将消毒好的茎按上段（具茎尖）、中段和下段（匍匐茎段）切成长约1.5～2 cm，带有1～2个节间的小段，分别接种于MS+6－BA 4.0 mg/L +NAA 0.4 mg/L 培养基上，pH5.6，蔗糖2.5%，琼脂0.7%。培养条件为：温度(25±2）℃，光照时间12 h/d，光照强度1 500～2 000 lx。

1.3不定芽诱导

1.3.1基本培养基对不定芽诱导的影响 采用单因素实验，培养基选用MS

（Murashige-Skoog）［3］，1/2MS（大量元素减半，其他成分不变），VW(Vacin & Went)，B5（Gamborg·Miller & Ojima）和KC(Knudson C)等5种，分别添加6－BA 4.0mg/L，NAA 1.0 mg/L。

1.3.2激素对不定芽诱导的影响 以MS为基本培养基，添加不同种类及浓度的细胞分裂素和生长素。

上述实验选取无菌健壮植株，切取长约1～1.5 cm，带有一个节间的茎中段，每处理接10个茎节，重复3次。培养期间定时观察不定芽生长情况，培养60 d后统计不定芽数。其它条件同实验“1.2”项。

1.4壮苗培养

1.4.1激素对幼苗生长和发根的影响 以1/2MS为基本培养基，NAA设1～5 mg/L 5个处理，6－BA设0.5，1.0和1.5 mg/L 3个处理，共15个处理。

1.4.2添加物对幼苗生长和发根的影响以1/2MS＋NAA 2.0 mg/L＋6－BA 0.5 mg/L为基本培养，考察马铃薯提取物、香蕉提取物、苹果提取物、椰子汁等4种天然有机物和活性炭对金线莲幼苗生长的影响。

上述每种培养基均接入经增殖培养高约3 cm，具3～4节间、有1～2片的无根幼苗，每处理接种接无根幼苗10株，重复3次。培养后每隔15 d观察生长情况1次，至3个月考察每株净增加的叶片数、重量及发根数，并进行数理统计分析。

1.5移栽选苗高约6～8 cm，茎基直径约2 mm，丛生根有2～3条的试管苗，炼苗4 d后，洗净附着在植株上的培养基，并晾干洗涤水后移人直径为15 cm，装有不同基质的土盆中，考察不同基质对金线莲试管苗成活率的影响。移栽前，实验基质均用45%多菌灵可湿性粉剂800倍溶液浇透消毒。实验条件为遮荫度80%的荫棚，保持空气相对湿度的80%～90%。如发现有病死植株，及时拔除。每处理5盆，每盆种5株，重复3次，移栽3个月后考察成活株数，并进行数理统计分析。

2结果

2.1无菌繁殖体系的建立实验表明，外植体茎段的分化程度对诱导结果存在一定的影响。从表1可知，上、中段茎均能萌动生长。上段茎因有顶芽的存在，顶端优势表现较为强烈，因而以生长为主，不定芽发生较少，平均芽增殖数为0.6个；中段茎不定芽发生快、量大、长势好，平均芽增殖数为4.05个，并形成多枝丛生状。下段茎由于组织相对老化，虽有不定芽发生，但发生量与生长势均较弱。这和陈自力［4］报道的结果一致。

从实验中观察到，不定芽的产生以侧芽萌生为主。一般在培养15～20 d后，茎节上潜伏的叶腋芽萌动膨大，芽丛在节的四周萌出，起初为白色略带黄色，随着培养时间加长，芽不断伸展，逐渐转为黄绿色，形成主芽。叶腋芽是单生的，极个别节上能对生两个腋芽，未发现茎部或切口处长出不定芽。培养30 d左右，主芽基部的节再生侧芽(称一级侧芽)，45 d左右一级侧芽节上又可发生二级侧芽，随着芽的生长、出现叶片，节处毛并产生根，外被浓密的白色绒毛，从而形成完整小植株。培养3个月后每天观察，侧芽分生组织的增殖，一般只出现主芽和一二级侧芽或苗；培养5个月以上，主芽、侧芽较高，叶片较多、大，只有少数出现三级侧芽或苗。这种腋芽萌生的增殖形成了主轴分枝型的芽苗，随培养时间或继代繁殖代数的增加，或激素的作用，芽或苗因节间短，多数为形成似不定芽或丛生苗。培养过程中，未见愈伤组织，也没有发现有原球茎和类原球茎产生。

表1金线莲茎段外植体不定芽诱导（略）

2.2不定芽诱导

2.2.1基本培养基对不定芽诱导的影响 以金线莲的茎节段作为外植体，腋芽能快速萌发出不定芽体。经60 d的培养，增殖倍数可达3.1～5.4倍。但基本培养基对不定芽的诱导具有明显的影响，MS，B5培养基不定芽增殖率分别为5.4倍与5.2倍，比其它培养基增加23.8%～74.2%。

表2基本培养基对金线莲不定芽诱导的影响（略）

经LSR差异显著性测定，MS，B5培养基之间无明显差异，与1/2MS，KC和VW之间存在极显著差异，且MS，B5培养基上诱导产生的不定芽色绿、粗壮（见表2），表明MS，B5培养基适合作为金线莲茎段不定芽诱导的基本培养基［5］。

2.2.2激素对不定芽诱导的影响激素种类、水平与配比对组织培养快速繁殖在效率存在明显的影响，6-BA、KT和NAA是3种常用生长调节剂，其添加量对金线莲不定芽增殖的影响很大。结果见表3。从表3可知，同为细胞分裂素的6-BA，KT在相同的添加量下对不定芽的增殖效果差异极显著，6-BA比KT的增殖率提高46.0%和55.0%，表明6-BA比KT更适合金线莲茎节不定芽的诱导。

6-BA的浓度也影响不定芽诱导效果。在添加量小于4.0 mg/L的情况下，随浓度的提高，不定芽增殖率明显上升，添加量为4.0 mg/L的不定芽增殖率比2.0，1.0 mg/L分别提高22.1%和47.6%。当6-BA添加量达到6.0 mg/L时，其增殖率还出现下降趋势，表明本实验条件下6-BA添加的适宜量为4.0 mg/L。

表3激素对金线莲不定芽诱导的影响（略）

生长素NAA对金线莲不定芽的诱导与生长具有明显的促进作用。从表3可以看出，添加了NAA的培养基不定芽增殖量与生长明显较不添加的好，芽体粗壮、色浓绿，其中添加0.5 mg/L的表现最好，添加1.0 mg/L的其次，但二者间差异未达到显著水平；与其它不添加NAA的相比差异达极显著水平。表明在本试验条件下NAA适宜添加的量为0.5～1.0 mg/L。

2.3壮苗培养

2.3.1激素对幼苗生长的影响在金线莲壮苗培养中，NAA较6-BA对促进幼苗生长的影响更为明显。结果见表4。NAA浓度低于3 mg/L时，对幼苗生长有促进作用，随浓度的增加，叶片净增量、发根数和鲜重净增量明显增加，当浓度达到4.0 mg/L时，叶片净增量、发根数和鲜重净增量增加不明显。6-BA在0.5 mg/L情况下，比不加的具有一定的促进作用，但未达显著水平；在浓度为1.0 mg/L，1.5 mg/L情况下，叶片净增量、发根数和鲜重净增量反而减少，但在幼苗基部观察到丛生状不定芽的产生，表明6-BA在浓度高于1.0 mg/L情况下，有利于金线莲不定芽的生成，对幼苗生长不利。

从表4也可以看出，处理9、10号在发根数、鲜生净增量方面较其它处理明显提高，达极显著差异；在叶片净增量方面，除与处理13、14号无明显差异外，与其它处理之间的差异达极显著水平，表明在金线莲壮苗培养中，NAA适宜添加的量为3.0～4.0 mg/L，6-BA 添加量为0.5 mg/L或不加。

表4激素对金线莲幼苗生长的影响（略）

2.3.2活性炭与有机添加物对幼苗生长的影响结果见表5。从表5可知，不同的添加物对金线莲幼苗生长的影响表现不一，香蕉、椰子汁对促进幼苗生长最为有利，叶片净增量、发根数和鲜重净增量均高于其它处理，二者间无明显差异；马铃薯对幼苗生长不利，与其它处理相比均存在极显著差异水平。活性炭对金线莲幼苗生长具有一定的促进作用，在添加0.3%情况下，叶片净增量、发根数和鲜重净增量与对照相比均显著提高，差异达极显著水平；但与香蕉、椰子汁处理相比，其促进幼苗生长的作用不如前二者，除发根数无差异外，叶净增量与香蕉、椰子汁处理差异达显著水平，鲜重净增量差异达极显著水平。同时观察到活性炭、香蕉和椰子汁新发根洁白、粗壮。试验结果表明添加20%香蕉和椰子汁最适宜金线莲幼苗的生长。

表5添加物对金线莲幼苗生长的影响（略）

2.4移栽金线莲试管苗移栽3个月后的植株成活情况见表6。从表6中可以看出，处理7和处理9保持100%的成活率，处理3和处理8的植株成活率也在93%以上，处理1的成活率最低，仅为56%。经LSR差异显著性测定，处理3、7、8、9号之间无明显差异，与处理5、6号差异达显著水平、与处理1、2、4号差异达极显著水平。表明在菜园土中加

入粗砂、木屑能明显提高金线莲试管苗移栽的成活率，适宜添加的比例为1份菜园土中加入粗砂2份、木屑1份或粗砂1份、木屑2份，要求充分混匀。

表6种植基质对金线莲试管苗移栽成活率的影响（略）

3小结

金线莲不同部位的茎间对不定芽的诱导结果存在明显的差异，以不含顶芽和长根的中间段茎节为好，不定芽增殖率达4倍以上。

采用金线莲中间茎节作外植体诱导不定芽萌发时，适宜的培养基为MS或B5＋6-BA 4.0 mg/L＋NAA 0.5 mg/L～1.0 mg/L，蔗糖浓度为2.5%。

适宜的壮苗培养基为1/2MS＋NAA 3.0 mg/L＋6-BA 0.5 mg/L＋香蕉提取物20%（或椰子汁20%），蔗糖浓度为3.0%。3.4 试管苗在充分混匀的1份菜园土＋2份粗砂（2～3 mm）＋1份木屑，或1份菜园土＋粗砂1份＋木屑2份的基质中生长良好，3个月后成活率达100%。

【参考文献】

虎纹凤梨的组培快繁技术 篇3

关键词：虎纹凤梨,组织培养,改良MS培养基

虎纹凤梨 (Vriesea splendens) 又名红剑, 火剑凤梨, 凤梨科丽穗凤梨属。是多年生常绿草本植物, 其叶丛莲座状, 深绿色, 两面具紫黑色的横向带斑。花序直立, 呈烛状, 略扁, 苞片互叠, 抽出鲜红色花亭, 其株态优美, 花序观赏期长, 可达5~6月, 持久不败, 是优良的花叶俱美的室内盆栽观赏植物, 凤梨科观赏植物中的佼佼者[1]。

虎纹凤梨常规用蘖芽分株的方法繁殖。由于植株萌蘖能力较差且繁殖系数低, 满足不了市场的需求。而应用组培技术可以较快获得大量的幼苗[2,3,4]。 本文通过多年的试验实践, 总结出了一套虎纹凤梨的实用组培、快繁技术。现已形成规模化, 产业化生产, 取得了良好的经济效益。

1试验材料和方法

取荷兰多年生虎纹凤梨母株两侧蘖芽, 用自来水清洗干净, 再冲洗30 min以上。后用70%的酒精浸润约0.5 min, 无菌水冲洗2~3次。再视材料大小分别用0.1%和0.2%的升汞消毒2~4 min和4~6 min, 无菌水冲洗3~5次, 滤干水后接种至MS+6-BA 1.0 mg/L+I- AA 0.3 mg/L的培养基中, 经两个周期约120 d后 (其间到60 d需转代一次) 出现愈伤组织。将愈伤组织接种至改良MS+6-BA 0.3 mg/L+NAA 0.01 mg/L的培养基中, 经60 d后出现丛状小芽, 丛状小芽分切成3~5个芽/团继代培养。

以上培养基均含蔗糖3%, 卡拉胶0.75%, p H值5.8, 培养温度22 ℃ ~ 24 ℃ , 光照10 ~ 12 h / d , 光强1 000 ~ 1 500 lx 。

2结果与分析

2.1愈伤组织和芽的诱导

将备好的无菌蘖芽为1个增殖单位接种到诱导愈伤培养基中。试验结果见表1 (基本培养基MS) 。

从表1可知:虎纹凤梨对6-BA比对KT和2 ip更敏感, KT和2 ip所使用浓度虽较6-BA高, 但形成愈伤率却更低。6-BA以1.0 mg/L为好, 所形成愈伤质量更高。2.0 mg/L 6-BA的培养基虽形成愈伤率高, 但所形成愈伤呈现出玻璃化, 质量不高。适量添加IAA有利形成愈伤组织, 而添加NAA所形成愈伤也呈现出玻璃化, 不宜使用。

2.2芽的诱导

芽的诱导初用MS基本培养基, 但大部分处理出芽效果都不理想, 愈伤组织膨大却较少能分化出芽, 有些能分化出少量芽却质量不高, 芽形散, 叶片弱, 无株形。后改1/2 MS基本培养基, 出芽有所增加, 但芽普遍瘦弱, 质量也不高。后对MS基本培养基反复试验调整, 情况才有所好转。具体见表2、表3。

综合表3数据分析, 改良MS基本培养基总体优于MS和1/2 MS两种基本培养基, 而11号处理培养基用于愈伤诱导出芽效果最好且不良表现最少。

2.3芽的增殖

将诱导出的小芽丛分成2~3个芽/团, 转入优选出的增殖培养基中, 各处理详见表4, 以60 d为一个周期续代一次可产生2~4个子芽, 6-BA的浓度越高, 子芽也越多, 但随着6-BA浓度的升高, 叶片也更尖且苗的基部会出现较多愈伤, 导致很难生根。因此, 在既要保证达到一定的增殖率又要保证生根率以提高收获的前提下, 在达到一定的数量后, 把材料分别处理, 即用选取的增殖培养基续代3~5代后, 从芽团上选取H>2.5 cm的粗壮单株仍用原增殖培养基扩繁, 各处理详见表5。将芽团上H<2.5 cm的丛芽分成2~3个芽每小团用另一培养基使其长高长粗壮, 各处理详见表6。以达到大量生产而且持续稳定出货的目的。

综合表4数据分析, B号处理培养基用于芽团在增殖扩繁最好。但在连续使用该培养基3~5代后, 芽团上H>2.5 cm的芽越显健壮且基部萌发出小芽。而芽团上较小, 较瘦弱的芽却表现出叶色偏淡, 叶形偏尖等变异的趋势。为达到大量生产而且持续稳定产出的目的, 把芽团上的粗壮单芽和瘦弱芽团分别处理。经过几次转代后观察, 既保持了较高的增殖率, 又扭转了苗的变异趋势, 达到了预期的效果和目的。

综合表5数据看出, 2号处理培养基用于单芽成团增殖扩繁最好。

从表6数据看出, (2) 号处理培养基用于小芽团长高, 长壮最好。

2.4根的诱导

将在MS (改) + 6-BA 0.05+IAA 0.01+C 100培养基里生长一个周期后 (60 d) 的芽团中H>3.0 cm的粗壮单芽挑下, 接入生根培养基中, 12~15 d后根开始萌动, 30~40 d后有95%的苗生出2~3条长约0.5 cm的根。具体不同培养基生根情况见表7。

综合表7数据分析, f号处理培养基用于达标苗生根最好。

3移植

将已生根的小苗放入荫棚内炼苗10~15 d, 使其充分木质化, 叶色变绿, 后将小苗从培养器皿中取出, 洗去培养基移栽入1/3椰糠+2/3泥炭土的基质中, 注意保温保湿, 小苗很快正常生长, 成活率85%以上。

4结论与讨论

1) 虎纹凤梨的组织培养, 其培养基的选择:诱导愈伤以MS+6-BA 1.0 mg/L+IAA 0.3 mg/L为好;继代培养以改良MS+6-BA 0.3 mg/L+NAA 0.01 mg/L和改良MS+6-BA 0.05 mg/L+IAA 0.1 mg/L+C 100 mg/L为好;生根培养基以1/4 MS+IAA 0.3 mg/L+NAA 0.05 mg/L+C 500 mg/L为好。

2) 在虎纹凤梨的组织培养中, 采用粗壮单芽用较高激素培养基扩繁, 瘦弱芽团用低激素培养基使其长高长粗壮, 可有效降低变异机率, 延伸扩繁代数, 提高苗木质量, 可达到大量生产而且持续稳定产出的目的。

3) 降低MS培养基中各元素的含量有利生根。而且在虎纹凤梨的生根培养中, NAA的浓度不可太高, 否则易在苗基部产生愈伤, 既不易生根又影响苗的品质导致移栽成活率降低。

4) 应用改良MS基本培养基, 在虎纹凤梨的组培快繁中获得极大的成功, 已形成规模化, 产业化生产。 改良MS基本培养基在同属乃至同科植物中的应用, 应该也是有效的, 尚待进一步探讨。

参考文献

[1]王意成.观叶植物养护于欣赏[M].南京:江苏科学技术出版社, 2002.

[2]陈正华.木本植物组织培养及应用[M].北京:高等教育出版社, 1986.

[3]崔德才, 徐培文.植物组织培养与工厂化育苗[M].北京:化学工业出版社, 2003.

蝴蝶兰的组培快繁技术 篇4

以MS为基本培养基,附加不同浓度的IBA、NAA、KT和BA进行正交试验L8(4×24),研究酢浆草组织培养、快速繁殖和壮苗的`技术.结果表明:(1)酢浆草叶片、叶柄分化的最优培养基为MS+IBA 0.5 mg・L-1+NAA 0.5 mg・L-1+KT 1.0 mg・L-1,接种后40 d芽诱导率可达40%;(2)酢浆草试管苗快速增殖培养基为MS+IBA 0.5 mg・L-1+KT 1.0 mg・L-1+BA 1.0 mg・L-1,28 d簇生苗新生叶可达71.0片;(3)酢浆草试管苗壮苗培养基为MS+NAA 0.5 mg・L-1,酢浆草试管苗的叶片最宽达到2.20 cm,叶柄最粗达到1.57 mm,叶柄最长达到12.00 cm,并有根状茎生成.

作 者：王钰 阮龙 武廷章 吴瑾华 谢继峰 吴林 吴飞 WANG Yu RUAN Long WU Ting-zhang WU Jin-hua XIE Ji-feng WU Lin WU Fei  作者单位：王钰,武廷章,谢继峰,吴林,吴飞,WANG Yu,WU Ting-zhang,XIE Ji-feng,WU Lin,WU Fei(安徽大学生命科学学院,合肥,230039)

阮龙,RUAN Long(安徽省农业科学院烟草研究所,凤阳,233100)

吴瑾华,WU Jin-hua(华中科技大学生命科学与技术学院,武汉,430074)

紫薇组培快繁技术研究 篇5

1 材料与方法

1.1 试验材料与培养条件

5~6月选取健康生长的紫薇当年萌发的带芽枝条, 去掉大叶, 在自来水下冲洗干净, 剪成带芽2~3cm茎段, 在超净工作台上, 先用70%的酒精处理30s, 无菌水冲洗2~3次, 再用0.1%升汞消毒5~7min, 无菌水冲洗3~4次, 将茎段接种于启动培养基上。各培养基均加入白砂糖30g/L、琼脂6.5g/L, 调p H值至6.2。培养温度 (25±1) ℃, 光照14h/d, 光照强度2000Lx。

1.2 启动培养

启动培养基以MS为基本培养基, 附加不同浓度的细胞分裂素BA和生长素NAA, 每瓶接种1个芽, 每处理30瓶, 重复2次, 生长25d, 调查芽的诱导率。

1.3 增殖培养

将启动培养诱导的芽, 接种到以MS为基本培养基, 附加不同浓度的BA与NAA配比的增殖培养基上。每瓶接种5个芽, 每处理20瓶, 重复2次, 生长30d, 调查增殖系数和平均株高, 筛选最佳增殖组合。

1.4 生根培养

无菌条件下切取丛生芽中3cm左右的壮苗转接至1/2MS生根培养基上, IBA设置4种浓度水平, 摸索最佳生根浓度。每处理20瓶, 每瓶5株, 重复2次, 生长25d, 调查平均每株生根数、平均根长和生根率。

2 结果与分析

2.1 启动培养

启动培养的成功除了有很好的外植体杀菌外, 还取决于外植体生长需要的营养与激素配比。从表1可以看出, 在紫薇启动培养中, 保持生长素NAA不变, 不同浓度的细胞分裂素BA对芽的启动影响很大, 随着浓度的升高, 成芽率不断升高, 当BA为0.8mg/L时, 成芽率最高, 随后成芽率下降。另外, 在启动培养中发现, 较高的BA会使茎段产生愈伤组织, 不利于芽的诱导。紫薇启动培养的最佳培养基为MS+BA 0.8 mg/L+NAA 0.1mg/L, 诱导率平均为50.0%。

2.2 不同浓度BA与NAA对紫薇增殖系数和生长量的影响

在紫薇的增殖过程中发现, 随着细胞分裂素BA浓度的增大, 增殖系数不断增高;在BA浓度为1.0mg/L时增殖系数最高;当BA浓度再增高时, 增殖系数呈下降趋势。由此说明紫薇适宜在低浓度的细胞分裂素下增殖。由表2可以看出, MS+BA 1.0mg/L+NAA 0.4mg/L作为增殖培养基效果最佳。

2.3 不同浓度IBA对紫薇试管苗生根的影响

当丛生芽长至2.5cm左右时, 可以接入生根培养基中, 在生根培养基中10d有根眼出现, 20d根可以长到2cm左右, 根数2~4条。从表3可以看出, 1/2MS+IBA 0.5mg/L培养基最适合紫薇生根。

3 结论

对紫薇当年生茎段进行组培快繁技术研究, 结果表明, 紫薇在MS基本培养基附加不同浓度BA与NAA激素配比下, 启动诱导率平均可达50.0%, 增殖系数平均为3.9, 生根培养基为1/2MS+IBA 0.5mg/L, 生根率达到100.0%。

摘要：以紫薇的当年生嫩枝茎段为外植体进行组织快繁试验, 结果表明:紫薇的最佳诱导培养基为MS+NAA0.1mg/L+BA0.8mg/L, 增殖培养基为MS+BA1.0mg/L+NAA0.4mg/L, 生根培养基为1/2MS+IBA0.5mg/L, 生根率可达到100.0%。

关键词：紫薇,组织培养,增殖系数,生长量

参考文献

[1]杨彦伶, 杨柳, 张亚东.紫薇组织培养技术[J].林业科技开发, 2005 (2) :50-52.

[2]瞿宏杰, 王会.不同培养基对紫薇试管苗的诱导·增殖·生根的影响[J].安徽农业科学, 2008 (21) :8906-8907.

[3]姜旭红, 宋刚, 张虎, 等.日本紫薇的组织培养与快速繁殖[J].植物生理学通讯, 2004 (6) :707.

[4]曾志林.紫薇的繁殖技术[J].中国林业, 2004 (19) :39.

[5]杨建刚.紫薇的繁殖技术[J].农村实用技术, 2006 (3) :43.

[6]牟少华, 刘庆华, 王奎玲.紫薇研究进展[J].莱阳农学院学报, 2002 (4) :276-278.

马蓝组培快繁技术研究 篇6

1 材料与方法

1.1 试验材料

供试外植体为马蓝植株嫩梢, 由独山县甲里镇提供。

1.2 试验方法

1.2.1 消毒。

将采回的生长健壮、无病虫害的外植体嫩梢剪去叶片, 用洗衣粉清洗干净, 置于流水中冲洗0.5~1.0 h, 无菌水冲洗2次, 在超净工作台上 (经紫外光灭菌30 min) , 用75%酒精浸泡30 s, 无菌水冲洗2次;再用0.15%的Hg Cl2浸泡10 min, 无菌水冲洗5次;用灭菌滤纸吸干表面水分后, 将外植体切取0.5~1.0 cm的茎梢和带腋芽茎段, 接种到经过高温灭菌含有不同激素用量和配方的诱导培养基中。

1.2.2 培养基。

以不同浓度的MS为基本培养基, 根据不同阶段的培养目的, 添加不同种类、浓度和配比的植物生长调节剂和蔗糖20%~30%, 琼脂0.5%, p H值5.8, 设置不同浓度、配比处理 (表1) 。

1.2.3 培养条件。

培养室温度20~25℃, 光照强度2 000~3000lx, 光照时间12 h/d。

1.2.4 移栽。

当生根幼苗根长至1 cm以上时, 在室内打开瓶盖炼苗3~5 d;将生根植株从瓶中取出, 洗净根部粘附的培养基, 栽植于装有砂质壤土的营养袋或苗圃地中;浇透水, 搭小拱棚覆盖塑料膜保湿, 每隔2~3 d少量浇水, 以保持土壤湿润。当幼苗长出新叶后缓慢增加光照, 降低湿度, 直至完全见光, 然后进行常规管理。

2 结果与分析

2.1 外植体的诱导

马蓝嫩梢可不经过愈伤组织直接诱导丛生芽, 不同培养基及激素组合丛生芽诱导率不同, 生长表现不同。从表1可以看出, 1/2 MS培养基的诱导效果优于MS培养基, 其中以1/2 MS+6-BA 0.3 mg/L+IBA 0.4 mg/L+MAP 200 mg/L的培养基 (含蔗糖20 g/L、琼脂5 g/L, p H值5.8) 的诱导效果最好, 诱导率达90%。接种7 d后顶端抽出新芽, 腋芽开始萌发;培养40 d后, 分化出的丛生芽长势好、伸长快、易于分切, 便于进行继代培养。

2.2 继代增殖培养

因初代诱导培养获得的试管苗数量有限, 还需经过多次继代增殖培养以获取大量增殖的无性材料, 达到快速无性繁殖的目的。在继代增殖培养中, 芽的增殖速度是离体快繁中最为重要的一个问题, 增殖速度快在生产中才有应用价值, 决定增殖速度的最主要因子是材料本身的生理生化状态, 外植体的生理生化状态可通过适当的生长调节剂去调节, 也可通过及时继代培养得到改善。激素的浓度和种类对接种的芽分化出芽、伸长和生长情况的影响比较明显。不同浓度6-BA对芽增殖的效果不同, 随着6-BA浓度的增加, 芽的增殖倍数不断增加, 芽的长度则表现为随浓度升高而降低, 壮苗效果在减弱, 芽体生长受到抑制, 部分芽苗出现玻璃化的现象 (表2) 。

将诱导出的丛生芽切成0.5~1.0 cm的茎梢和带腋芽茎段接种于含有不同浓度生长调节物质的芽增殖培养基上, 1周后基部开始膨大, 茎段叶腋处萌发出多个侧芽。结果表明:芽的增殖倍数还与芽的长度有关, 芽越长腋芽越多, 增殖倍数也越高。因此, 选择分化率为100%、增殖倍数达5.6倍的MS+蔗糖30 g/L+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L+MAP100 mg/L培养基作为丛生芽增殖的最佳配方, 既可保证较高的增殖倍数, 又可降低芽苗的玻璃化。

注:蔗糖为30 g/L, 生长素IBA如同表1也做了不同浓度的继代增殖试验, 效果略差于NAA。

2.3 生根培养

将丛生芽中株高2 cm以上的单芽剪下, 切割成1.5~3.0cm的茎梢和带腋芽茎段, 置于含不同浓度生长素和MAP的培养基上诱导生根。从表3可以看出, 芽苗在5种不同的生根培养基上均能诱导生根, 其中以1/2 MS+蔗糖20 g/L+IBA 0.6 mg/L+MAP 20 mg/L的培养基效果最好, 接种8 d左右开始生根, 15 d后生根达高峰, 20 d后根系发育良好, 每株苗有5~13条根, 根长1~3 cm, 生根率可达100%。

注:蔗糖为20 g/L。

2.4 炼苗移栽

试管苗生根培养20 d左右植株形成完整根系后, 在散射自然光下炼苗3~5 d, 即可移栽到经过土壤消毒剂消毒的苗圃中, 移栽后用1 000倍多菌灵叶面喷施灭菌。成活率达95%以上, 期间除注意保温、保湿、适当遮荫外, 土壤湿度不宜太大, 避免幼苗死亡。

3 结论与讨论

植物组织培养中常用MS培养基, 培养基中外源激素的种类和浓度及不同的配比组合对植物外植体的诱导及分化起着重要作用。长期以来, 人们广泛地把生长素和细胞分裂素运用于组培中, 两者的比例决定着根和芽的分化。一般来说, 当其比值高时, 有利于长根, 低时有利于长芽, 中间有利于愈伤组织的诱导和分化。本试验针对马蓝的诱导、增殖、生根等不同阶段的培养目的, 选用不同的生长调节物质细胞分裂素6-BA、生长素NAA和IBA、赤霉素GA3, 又根据马蓝苗期需氮肥较多的特点, 添加MAP和LH含氮量高的营养剂, 附加蔗糖20%~30%, 琼脂0.5%, p H值5.8以不同浓度的MS为基本培养基的基础上, 设置不同浓度、配比处理50余种, 进行了大量的试验和研究, 从中找出适合马蓝不同阶段培养的最隹培养基。试验表明, 马蓝嫩梢组培诱导比较易分化出芽, 可不经过愈伤组织直接诱导丛生芽, 再通过反复切割试管苗茎段, 并利用其腋芽萌发形成再生植株及基部膨大出现丛生芽, 可达到快速无性繁殖的目的。由于这种方法不经过愈伤组织诱导和再分化阶段, 因而可避免培养过程中所导致的性状变异, 可成功培育出马蓝植株, 并应用于生产。研究发现, 移植到田间的马蓝组培苗基部萌芽能力强、生长整齐旺盛、叶色浓绿, 降低了生产上单位面积的用苗量, 获得了比较令人满意的结果。

参考文献

[1]李秋菊.冬季栽培马蓝正当时[J].特种经济动植物, 2006, 9 (11) :30-31.

[2]榻雪梅.南板蓝根的现状与后市预测[J].中国现代中药, 2008, 10 (8) :42-43.

[3]张丽梅, 陈菁瑛, 陈熹.马蓝未成熟种子的组织培养[J].植物生理学通讯, 2007, 43 (3) :521.

[4]张良彪, 罗春梅.浅议植物组织培养技术在药用植物生产上的应用[J].楚雄师范学院学报, 2008 (12) :56-59.

[5]刘杰, 韩晓弟, 汤银川, 等.海洋植物组织培养技术研究进展[J].安徽农业科学, 2009 (19) :8860-8862.

红掌组培快繁技术研究概况 篇7

1红掌腋芽培养及植株再生

利用植物组织培养技术是快速繁殖大量优质种苗的首选途径。红掌组织培养大多选用顶芽、茎段、叶片、叶柄为外植体,脱分化形成愈伤组织,继而再分化形成再生植株,再生途径主要为器官间接发生途径。此再生体系周期较长,且后代遗传稳定性不高,而直接器官发生途径不仅能直接快速分化不定芽,且能保持较好的遗传稳定性,以红掌腋芽为外植体就属于此种类型。

1.1红掌腋芽初代培养外植体处理方法的选择在红掌的再生体系建立的过程中,大多数外植体均选用叶片、叶柄,因其易灭菌,再生体系易建立,虽然建立周期普遍比较长,均需2~3月。而红掌腋芽因含有内生菌难以彻底灭菌,采用常规升汞灭菌难以达到理想效果,这主要是由于红掌为热带植物,茎段、腋芽部位含有大量内生菌,升汞灭菌结合酸化的培养基可有效解决以上问题。

1.2红掌腋芽初代培养外植体类型的选择外植体是影响组织培养再生体系建立的重要因素之一,红掌组织培养采用的外植体种类较多,主要有叶片、叶柄、茎尖、侧芽、根、苞片、花序轴等,其中叶片和叶柄是普遍的外植体类型。何贵整等人研究结果认为红掌较幼嫩的外植体较容易诱导出愈伤组织,且嫩叶的叶柄比叶片更容易诱导出愈伤组织,但时间较长,约60d。

1.3激素条件对红掌腋芽初代培养的影响激素条件不仅影响着红掌腋芽分化能力,同时还决定着不定芽分化的途径。在适宜的培养基条件下,红掌腋芽能通过直接器官发生途径直接产生不定芽,试验证明,当培养基中添加细胞分裂素6-BA 1.0mg/L、生长素IBA0.1mg/L,此种培养基能很好地诱导腋芽分化。

2红掌组培苗继代培养与壮苗技术

在植物组织培养过程中,通过继代培养可扩繁获得大量种苗,从前人的研究成果来看,红掌的组织培养研究正不断完善,再生系统已基本建立,但仍存在繁殖速率不高、再生系统慢的问题,继代过程中,光照条件与激素条件是影响组培苗增殖与壮苗的主要因素。

2.1红掌组培苗增殖培养过程中激素条件的选择

红掌组织培养继代增殖大多是愈伤组织产生丛生苗的过程,郑学平等研究表明,红掌增殖最佳外植体为短芽(≤1cm)。郭云贵等研究表明,继代培养采用不定芽为实验材料时,芽增殖倍数随着天数的增加而增大,缺点是耗时较长。

2.2红掌组培苗壮苗培养过程中激素条件的选择

继代过程中选择组培苗单芽为外植体,继代之后,可以用壮苗培养基1/2MS+ZT 0.5mg/L+IBA 0.1mg/L进行壮苗培养,既可缩短培养时间,又可提高繁殖系数,有效降低生产成本。

3红掌组培苗生根条件的优化

组培苗的生根是红掌组培快繁过程的一个重要组成部分。根据调查,红掌诱导试管苗生根过程的费用占试管苗总生产费用的35%~45%,优化生根培养基能有效降低生产成本。

3.1生长素对红掌生根的影响IBA和NAA对诱导红掌组培苗生根均有一定的影响,王进茂等研究认为不定芽生根有2种情况:一种是正常向下的根,另一种是向上的气生根。向下的多为短粗状,近似愈伤组织,移栽成活率低,但添加活性炭的基质能抑制此现象。

3.2红掌生根条件的优化研究表明,诱导红掌生根的最优培养基组合为NAA 0.2mg/L,IBA 0.5mg/L,活性炭0.5g/L,蔗糖30g/L,此组合生根诱导时间短,20~30d可完成生根;蔗糖浓度对红掌生根能力的影响较小,在大规模生根实践生产中可减少糖类的用量,甚至不加糖类,以减少生产成本,这与石兰英等研究结果基本一致。

4结语

综上所述,红掌的组培快繁技术研究取得了长足进步,国内改良的目标性状达到扩展。另外,相对大田农作物,基因修饰的观赏植物审批政策相对宽松,受公众认知局限的影响较小,所以更适合大范围应用。相信在不久的将来,红掌的生产体系将会更加完善,其品质会进一步满足消费者的需求。

摘要：红掌作为一种室内观花观叶皆宜的花卉,颇受消费者青睐,其供不应求的问题愈发明显,利用组织培养技术快速繁殖红掌苗已成为红掌生产应用中的重要课题。本文围绕红掌的腋芽培养、继代培养、生根条件3个方面作了详细叙述,明确了红掌组培快繁技术研究的相关内容,发展前景。

关键词：红掌,外植体,组培快繁,遗传转化

参考文献

[1]韩伟,马丽霞.红掌组织培养技术研究进展[J].林业科学,2013,2:172-173.

落新妇组培快繁技术研究 篇8

1 材料与方法

1.1 试验材料

采用引种驯化成功的落新妇种子作外植体,再以此培育的无菌落新妇植物的叶片进行组培试验。

1.2 试验方法

1.2.1 外植体消毒。

将落新妇种子处理后,在培养的培养中,10 d后观察不同培养基中种子的污染情况。把无病虫害的落新妇种子在20℃左右温水浸泡30 min,浸泡洗洁精30 min(同时流水处理)[1],在操作台紫外灯处理30 min,无菌条件下用75%酒精溶液浸泡10 s,无菌水冲洗1~2 s,再用0.1%升汞溶液消毒5.5 min,取出用无菌水冲洗2~3次,用消毒滤纸吸干后切块,均匀撒种于培养基上,污染率最低。

1.2.2 外植体培养。把种子放在培养基上25 d后,将长成的小苗进行转接、扩繁。

1.2.3 培养基及培养条件。

以MS作为初代培养、增殖培养和生根培养的基本培养基,然后在培养基中加入蔗糖30 g/L和琼脂7.2 g/L。培养温度(25±2)℃,光照强度3000 lx,光照时间12 h/d,p H值均为5.8。

1.2.4 初代培养。

以MS为基本培养基,附加不同浓度的6-BA(0.5、1.0、2.0 mg/L)、2,4-D(0.1、0.2 mg/L)进行组合,每种培养基接种30个外植体。

1.2.5 增殖培养。

在增殖培养基上接种诱导出来的芽,附加不同浓度的6-BA(0.3、0.5、0.7、1.0 mg/L),2,4-D 0.1 mg/L,每种培养基分别接种30瓶,观察记录增殖效果。

1.2.6 生根培养。在1/2MS培养基上分别添加不同浓度的NAA(0.1、0.5 mg/L)与2,4-D(0.1、0.5 mg/L)进行诱导生根,并在生根过程中进行比较,观察试管苗生根情况。

2 结果与分析

2.1 不同消毒方式对外植体的影响

在落新妇种子处理后10 d后观察不同培养基中种子的污染情况。从表1可以看出,把无病虫害的落新妇种子在20℃左右温水浸泡30 min,浸泡洗洁精30 min(同时流水处理),在操作台紫外灯处理30 min,用75%酒精溶液浸泡10 s,0.1%升汞溶液处理5.5 s的处理污染率最低,仅为14.28%[3]。

2.2 不同激素配比对芽诱导的影响

在落新妇叶片芽诱导过程中,叶片均可在15 d左右形成愈伤组织从而诱导出芽。从表2可以看出,A3培养基(MS+6-BA 0.5 mg/L+2,4-D 0.1 mg/L)芽诱导率明显高于其他,且芽生长健壮、叶色绿。

2.3 芽的增殖

从表3可以看出,当6-BA分别为0.3~1.0 mg/L时,添加0.1 mg/L的2,4-D,芽均能增殖,增殖倍数在4.5倍以上。从芽苗的增殖倍数、苗的长势等综合因素考虑,最终试验得出最适增殖培养基为MS+6-BA 0.5 mg/L+2,4-D 0.1 mg/L(图1)

2.4 生根培养

将1~3 cm高的落新妇试管苗接种于添加0.1、0.5 mg/L的NAA或0.1、0.5 mg/L的2,4-D的1/2 MS培养基中,15 d开始生根,25 d进行观察。从表4可以看出,0.5 mg/L的NAA较低浓度(0.1 mg/L)的效果好,能缩短试管苗生根时间,根粗壮。而0.1、0.5 mg/L的2,4-D生长的根系一般(图2)。

2.5 试管苗移栽

为了提高移栽成活率,应将试管苗放在自然光下炼苗2~3 d,洗净小苗的根部,移栽在腐殖土的苗床上,注意遮荫保温,成活率一般可达到80%以上。

3 结论与讨论

福建黄栀的组培快繁技术研究 篇9

该研究以黄栀的顶芽为外植体,进行黄栀丛生芽的诱导及其生根技术的研究,从中筛选出适合黄栀再生的最适培养基激素浓度配比及培养条件,建立无性繁殖系,以为加快黄栀繁殖推广提供技术保证。

1 材料与方法

1.1 试验材料

以采自福建省闽清县的野生山黄栀的果实为初始材料,获得黄栀无菌苗,再以黄栀无菌苗的顶芽为外植体材料进行诱导试验。

1.2 试验方法

1.2.1 不同培养基的配方。

为了选择最佳的培养基体系,根据组培的不同阶段设计了多种培养基配方。表1为丛生芽诱导培养基的系列配方(A1~A12),表2为生根培养基的系列配方(B1~B3)。所有培养基均为固体培养基,加入0.8%琼脂、3%蔗糖,p H值为5.8[2]。

1.2.2 无菌苗的培养。

将黄栀的果实洗净后剥去果皮,放入自来水中浸泡3 h。用自来水冲洗直至将果肉洗净,再用洗衣粉浸洗10 min,后用去离子水对种子进行多次冲洗,直至冲洗的水呈无色透明,将种子置于烧杯中,放在无菌工作台上,用75%酒精振荡消毒20 s,无菌水冲洗2~3次,再用2.5%次氯酸钠消毒2 min,用无菌水冲洗4~6次,接入MS基本培养基中进行培养。

1.2.3 丛生芽诱导培养基筛选。

待苗长成后,取下顶芽,接种于丛生芽诱导培养基上,每个处理接种20个顶芽,每10d观察1次并记录诱导情况。统计30 d后的诱导率,选出最适培养基对丛生芽进行继代增殖培养[3]。

1.2.4 生根培养基筛选。

将继代增殖的芽切割成单株,接入不同的生根培养基中进行生根培养,每个处理接种株数为12株,统计30 d后的生根率,依据各处理生根率大小,选择最适生根培养基[4]。

2 结果与分析

2.1 丛生芽初代培养基的筛选

从表3可以看出,随着激素浓度的升高,诱导芽的分化数逐渐增加,达到一定浓度后,随着激素浓度的增加,诱导芽虽然仍然保持一定的分化数,但芽的长势较差,有效芽少。处理A6的芽长势最好,且出芽率达100%。因此,可选用该浓度配比的培养基(MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.6 mg/L)对丛生芽进行继代培养。

2.2 丛生芽的继代增殖培养

将初代培养形成的不定芽切成1 cm左右的顶芽或带腋芽的茎段,用上述筛选出的最适培养基(MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.6 mg/L)对丛生芽进行继代培养,得到大量长势良好的继代丛生芽。

2.3 丛生芽生根培养基的筛选

从表4可以看出,IBA和NAA对黄栀的生根影响较大。在不添加生长素时(处理B1),黄栀幼苗不能生根,而添加IBA和NAA后生根效果比较明显,添加NAA的生根率优于IBA。处理B2能在较短时间内诱导植株生根,且产生的根较粗壮,侧根也多,根较长,诱导率高,试管苗叶色浓绿。处理B3的生根率显著降低,出根时间延长,且诱导出的根细长,畸形根较多,部分根颜色浓绿,侧根数量较少,并且基部产生大量愈伤组织。因此,得到丛生芽最适生根培养基为1/2 MS+NAA 0.1 mg/L,此结果与其他学者的研究结果基本相符。

3 结论与讨论

在植物离体培养中,植物激素对器官分化的调节起非常重要的作用,尤其是细胞分裂素与生长素的比值对组织的发育起决定性作用,只有配合使用适当的植物生长调节剂才能诱导细胞分裂的启动、愈伤组织的生长以及不定根、不定芽的分化与发育等[5]。有关栀子的组织培养相继有过报道,栀子茎段在含适宜浓度的BA、KT的MS培养基中可获得丛生芽,MS+BA2.0 mg/L+NAA 0.1 mg/L有利于增殖扩繁,而NAA利于栀子的生根[2]。不同部位外植体进行无菌苗的诱导培养,诱导率表现为带腋芽的茎段>顶芽,而叶片则不能被诱导发芽[6]。

该试验用不同浓度配比的6-BA和NAA对顶芽进行诱导培养,得到了最适诱芽培养基(MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA0.6 mg/L)和生根培养基(1/2 MS+NAA 0.1 mg/L)。但是从试验中也可以看出,愈伤组织基本难以分化,初步判断黄栀组织快繁不适宜用愈伤组织诱导丛生芽,至于是否有适宜愈伤组织分化的培养基还有待进一步试验研究[7,8,9]。

摘要：以黄栀幼苗的顶芽为试验材料进行组织培养,筛选出黄栀不同组培阶段适宜的培养基配方,结果表明:最适的丛生芽诱导培养基为MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.6 mg/L,出芽率达100%,且芽长势最好;丛生芽生根培养基为1/2 MS+NAA 0.1 mg/L,生根率高达100%,且产生的根较粗壮,侧根较多。

关键词：黄栀,组织培养,顶芽,快速繁殖

参考文献

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