组织再生

2024-10-03

组织再生（共11篇）

组织再生篇1

研究人员用低功率激光刺激牙齿,然后在牙齿上装上临时的牙套。12个星期后,经过治疗的牙齿产生牙本质的能力得到提升。

激光常被医生用来破坏组织,制造微小的手术切口,清除蜘蛛状血管,以及清除体毛。最近,研究人员证明了低功率的激光可以用来实现相反的目的:让缺失的组织再生。

在一项最新的研究中,研究人员正在利用激光刺激老鼠牙齿内的干细胞,有朝一日,这或许会成为一个简单的治疗方法,替代痛苦的根管疗法。

更重要的是,研究人员表示它还有其他的用途,也许还能刺激伤口愈合和骨头再生。

该研究的第一作者帕尔文·阿让尼(Parveen Arany)表示,低功率激光可以刺激一些生化过程。阿让尼是一名牙医,也是美国国立卫生研究院的研究员,他在哈佛大学维斯研究所的戴维·慕尼(David Mooney)的实验室期间,领导了这项研究。

他表示,之前利用低功率激光进行的研究,不都能取得引人瞩目的疗效。

阿让尼和他的同事们在老鼠的臼齿上钻孔,将牙齿内部包含干细胞的牙髓暴露出来。他们用低功率激光刺激牙齿,然后在牙齿上装上临时的牙套。12个星期后,经过治疗的牙齿产生牙本质(类似骨头的组织,是牙齿的主要成分之一)的能力得到了提升。

通常当牙齿中的牙本质腐烂暴露出牙髓时,就需要进行根管治疗来修补,即挖出牙髓,并用惰性材料替换牙髓,以及外部的牙齿。

而这项研究提高了避免根管疗法的可能性,只要刺激身体自身的干细胞使部分牙齿再生。

不幸的是,和制造牙本质的细胞不同,能使外部牙釉质再生的细胞在童年时代就已经失去了,不过,阿让尼表示他的团队正在研究使牙齿的其他组织再生。

研究人员研究了为什么激光会有这样的功效。他们发现,激光会产生一种名为活性氧簇的化学物质,其能够激活剧本可以刺激生长功能的转化生长因子-β。

研究表明了“如何利用物理形式的能量诱导生物反应”,不过,转化生长因子-β也有可能对组织造成损害,所以必须找到能引起有益反应的合适的剂量,这也解释了为什么之前的结果有好有坏。

科学家们研究了几种不同的诱导干细胞,以分化出特定组织的细胞,从而替代组织,或者让组织再生,这一过程往往涉及获取和操控细胞,并且把它们暴露在能促进分化的分子中。

然而,用激光来刺激细胞,让它们自己产生这样的分子,再分化成特定的组织,这一过程会容易得多,同时其所面临的政策监管障碍也少得多。

阿让尼表示,由于转化生长因子-β可以促进生长和分化,激光也可以被运用在其他地方。

“这是一个非侵害性的技术,这正是其吸引人的地方”,伊利诺伊大学芝加哥牙医分校的牙齿再生研究员安妮·乔治(AnneGeorge)表示。“这种技术很容易进行临床试验。”

阿让尼表示,他的团队正计划在人类身上测试这种疗法。

来源:MIT科技评论

组织再生篇2

以小桐子(Jatropha curcas)的`胚芽、子叶、下胚轴、叶柄、叶片和茎段作为外植体,用不同浓度的6-苄基腺嘌呤(6-BA)和α-萘乙酸(NAA)对其进行愈伤组织的诱导和植株再生的研究.结果表明:在MS培养基中加入5.0mg/L 6-BA和1.0mg/L NAA对愈伤组织的诱导效果最好;加入5.0mg/L 6-BA和0.1 mg/LNAA对不定芽的诱导最为有效,加入0.1 mg/L 6-BA和1.0 mg/L NAA有利于芽的生长;加入1.0 mg/L NAA的1/2 MS培养基对生根最为有利.

作者：秦虹宋松泉龙春林程红焱 QIN Hong SONG Song-Quan Long Chun-Lin CHENG Hong-Yan 作者单位：秦虹,QIN Hong(中国科学院西双版纳热带植物园,云南,勐腊,666303;云南农业大学园林园艺学院,云南,昆明,650201)

宋松泉,SONG Song-Quan(中国科学院西双版纳热带植物园,云南,勐腊,666303)

龙春林,Long Chun-Lin(中国科学院昆明植物研究所,云南,昆明,650204)

程红焱,CHENG Hong-Yan(中国科学院植物研究所,北京,100093)

组织再生篇3

关键词：地枫皮；组织培养；丛生芽；生根

中图分类号：Q943.1 文献标志码： A文章编号：1002-1302（2015）09-0087-03

收稿日期：2015-03-09

基金项目：广西科学研究与技术开发计划（编号：桂科合14125008-2-21）；广西医疗卫生重点科研课题（编号：重2012115、重200908）；广西壮族自治区卫生厅中医药科技专项（编号：GZBZ14-14）；广西自然科学基金重点项目（编号：2011GXNSFD018037）。

作者简介：李小泉（1968—），男，广西全州人，硕士，副研究员，从事植物组织培养研究。E-mail：1941243276@qq.com。

通信作者：李林轩，助理研究员，从事中药资源保护与开发利用研究。E-mail：starry1125@sina.com。地枫（Illicium difengpi K.I.B.et K.I.M.）别称钻地风、追地风、山八角，地枫皮为其干燥树皮，为木兰科八角属珍稀濒危药用植物[1]。地枫皮主要分布于广西靖西、天峨、都安、马山、龙州等县的岩溶石山山顶，为广西的特有中药材[2-3]，其茎皮、根皮具有祛风除湿、行气止痛等功效，常用于治疗风湿痹痛、气滞腹痛、妇人经期腹痛等症状，治疗效果好，药用价值高，为多种中成药的主要原材料[4]。地枫皮生境分布范围狭窄，生长缓慢，且药用部位为茎皮与根皮，因此采收后植株也无法成活。目前地枫皮药用资源来源于野生自然资源，由于地枫皮种子皮较薄，干燥时种子的油脂会变质，过湿时又容易腐烂，极易丧失发芽能力，加上其生长所需的石灰岩土壤稀少，无法为地枫皮种子的萌芽提供适宜的环境，造成地枫皮繁殖能力弱。随着地枫皮药用需求量不断增加，野生自然资源不断减少，在很多地区濒临灭绝或已绝迹，1999年地枫皮被批准为国家Ⅱ级重点保护野生植物[1]。目前对地枫皮的研究主要集中在资源调查[3]、真伪鉴别[5]、分子标记[6]、化学成分[7]、药理作用[8]等方面，在种苗培育方面还未见报道。因此，本研究通过对地枫皮进行组织培养研究，以期为地枫皮人工栽培提供大量优良种苗，对于保护地枫皮野生种质资源和维护生态系统多样性具有重要意义。

1材料与方法

1.1供试材料

采集广西药用植物园大棚内盆栽的地枫皮，剪取健壮无病虫害植株的茎段、顶芽为外植体。

1.2试验方法

1.2.1外植体灭菌及培养条件将地枫皮茎段、顶芽用洗洁精水浸泡10 min，用清水冲洗15 min，滤干水后在超净工作台中用75%乙醇浸泡30 s，用无菌水清洗1次；在0.1%HgCl2溶液中浸泡5～12 min，用无菌水冲洗3次，每次浸洗3 min，用无菌滤纸吸干外植体表面水分后，接种于诱导培养基中。培养条件为培养温度（25±3） ℃、光照时间12 h/d、光照度1 500～2 000 lx。培养基中含2%蔗糖、5%琼脂，pH值5.8～62。

1.2.2初代诱导培养基筛选初代诱导以MS为基本培养基，添加不同浓度的植物生长调节剂，诱导培养基分别为：0.5 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA（A1处理）、1.0 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA（A2处理）、1.5 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA（A3处理）、2.0 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA（A4处理）。最佳基本培养基的筛选：将诱导得到的无菌芽分别接入上述试验中获得的最佳生长调节剂组合的MS、B5、N68、VW、N6、ER基本培养基中，观察其生长状况。

1.2.3继代增殖培养以初代诱导培养试验为基础，考察植物生长调节剂对地枫皮丛生芽的影响，设计激素种类和浓度组合为：1.0 mg/L 6-BA+1.0 mg/L KT+0.1 mg/L NAA（B1处理）、2.0 mg/L 6-BA+1.0 mg/L KT+0.3 mg/L NAA（B2处理）、1.0 mg/L 6-BA+1.0 mg/L ZT+0.1 mg/L NAA（B3处理）、2.0 mg/L 6-BA+1.0 mg/L ZT+0.1 mg/L NAA（B4处理）。

1.2.4生根培养生根培养基：1/2MS+1.0 mg/L NAA（C1处理）、1/2MS+1.0 mg/L IBA（C2处理）、1/2MS+1.0 mg/LIAA（C3处理）。

1.3计算公式

牙周组织再生的临床研究进展篇4

近年来,生物信号分子的开发与组织工程技术的研究取得突飞猛进的发展,给牙周组织再生带来新的机遇和挑战,牙周组织再生技术的发展也进入了一个新时期。本文对牙周组织再生临床前期的研究和临床研究概况作一简述。

1牙周组织再生概述

1.1传统的牙周治疗

传统的牙周治疗以去除牙周病发病的病因为主要目的,主要方法包括洁治术、刮治术、翻瓣术、骨修整术、药物治疗以及调等,通过以上方法去除菌斑、牙石等病原微生物的刺激,或切除感染的病变组织、建立平衡良好的功能性咬合关系以消除病因,从而促进牙周组织的健康和修复。尽管传统的牙周治疗在消除病因方面有确切的作用,但是并不能使已经丧失的牙周组织得到重建与再生。

1. 2第一代牙周组织再生

第一代牙周组织再生是在传统牙周治疗的基础上通过植骨术( bone grafts) 、GTR等方法实现牙周组织的再生。植骨术是将骨或骨替代品等移植材料植入因牙周炎造成的牙槽骨缺损处促进骨再生的方法。目的是通过移植材料来促进新骨的形成,修复骨缺损,恢复牙槽骨的解剖形态,达到理想的骨再生和新附着的愈合。GTR是指在牙周手术中利用膜性材料作为屏障, 阻挡牙龈上皮在愈合过程中沿根面生长,并为牙周膜细胞的增殖分化提供一定的空间,引导具有形成新附着能力的牙周膜细胞优先占领根面,形成新附着促进牙周组织的再生。

1. 3第二代牙周组织再生

生长因子是一类存在于体内的生物活性因子,通过与靶细胞上的相应受体结合,调节细胞生长、伤口愈合及组织再生的有关基因,从而促进组织的修复和再生。因此,为了促进新的附着形成,提高根面的生物相容性及增强牙周前体细胞生物活性,在GTR、植骨术、翻瓣术中应用注射装置在根面涂抹生长因子后缝合软组织,以增强牙周手术的术后效果。目前已应用于临床研究的生长因子主要包括: 富血小板血浆( platelet rich plasma,PRP) 、釉基质衍生物( enamel matrix deriv- ative,EMD ) 、碱性成纤维细胞生长因子( fibroblasts growth factor-2,FGF-2) 等。

1. 4第三代牙周组织再生

长期以来,大量的基础研究及临床牙周治疗结果表明,GTR、局部应用EMD及生长因子促进牙周组织再生能力有限且结果存在不可预知性,这可能与牙周缺损的类型、剩余牙周组织量、生长因子发挥作用时间的不可控性等因素有关。然而,牙周组织再生的基础及关键是牙周膜细胞。牙周组织工程、干细胞治疗及基因治疗有望解决这一难题。组织工程学是近年来发展起来的一门新兴边缘学科,牙周组织工程则是利用组织工程学原理将体外培养的高浓度、功能相关的牙周膜细胞种植于具有良好生物相容性和生物可降解性的细胞外基质材料上,经过一段时间的培养,将这种细胞与生物材料复合体植入牙周病损部位以形成新的具有其原来特殊功能和形态的相应组织和器官,达到修复创伤和重建功能的目的。而基因治疗是将具有特定作用的基因导入靶细胞后,再将靶细胞植入,使细胞能持续分泌生长因子从而促进组织再生。

2 GTR治疗的临床应用概况

GTR生物膜主要包括不可吸收和可吸收膜材料。聚四氟乙烯是研究最早、应用最广的不可吸收屏障膜材料,具有良好的生物相容性和良好的力学性能,可以单独使用。但是由于该类膜材料的不可降解性,需要二次手术取出,增加患者痛苦,因此临床上倾向于使用可吸收膜。以胶原膜为代表的可吸收膜是目前临床应用最广泛的,而且其中许多已商品化如Bio-Gide、Bio- mend、BME-10X等［1］。胶原膜不仅具有良好的生物相容性,而且其表面利于细胞生长,能够参与组织的修复。但其力学性能较差,易于塌陷,因此,临床上常常与植骨材料联合使用。

临床上GTR多应用于窄而深的骨内袋,尤其是三壁骨袋,可能因为三壁骨袋的牙周膜细胞来源丰富而且易于提供牙周膜细胞生长空间,故效果最好; 窄而深的二壁骨袋也是较好的适应证。另外,二度根分叉病变为主要适应证［2］,但必须要有足够的牙龈高度,以便能够覆盖术区。杨泓等［3］通过GTR联合骨粉治疗老年牙周病患者骨内缺损结果表明,相比于单纯的翻瓣术,GTR的临床效果更明显。但是,目前对于GTR联合应用植骨术的临床疗效,国际上还未能形成统一的定论。二者的联合应用与单独应用植骨术,临床效果也无很大的差异。Vouros等对34个临床病例进行了长达10年的临床观察,发现引导组织再生术与植骨术联合应用,能够明显的降低患者骨内袋的深度,相比临床上单纯的应用翻瓣术有显著的临床效果［4］。 Gonca等将12名牙周病患者分为2组,实验组应用GTR联合植骨术治疗,对照组只进行单纯的植骨术治疗。术后6个月,临床检查与影像学分析显示: 实验组与对照组的牙周状况较术前均有明显的改善,但是实验组与对照组结果无统计学差异［5］。

3生物信号分子治疗

3. 1临床前研究

信号分子包括生长因子、分化因子、黏附因子等［6］。多种生物活性分子已被证明具有较强的促进牙周组织修复的功能,它们包括EMD、转化生长因子 β( transforming growth factor,TGF-β) 、血小板源性生长因子( platelet-derived growth factor,PDGF) 、碱性成纤维细胞生长因子( b-FGF/FGF-2) 、胰岛素样生长因子1( insulin-like growth factor 1,IGF-1) 等。研究表明: b- FGF能促进牙周膜细胞冠向生长,但是它们可以诱导胶原酶合成而减少胶原形成,这是否会影响牙周膜形成目前尚不清楚。体外细胞培养研究表明,TGF-β 为最佳骨基质形成刺激因子,但它对牙周膜细胞无趋化功能,单有牙槽骨新生而不伴有牙周膜细胞冠向生长可能导致骨粘连。PDGF对牙周膜成骨细胞和成纤维细胞有趋化活性,在骨细胞培养中能促进非胶原蛋白合成,而IGF-1能促进胶原合成,二者联合应用具有协同作用。可见单独的一种信号分子无法满足牙周组织再生。

PRP是自体血通过离心分离浓缩的富含血小板的血浆。它来源于自身全血,具有无毒、无免疫原性、内含多种高浓度的生长因子、能促进牙周膜成纤维细胞的增殖、且PRP内的生长因子的含量与年龄性别无关［7 － 8］等优势而备受学者们的青睐。但是已知PRP包括的生长因子有: PDGF、TGF-β、血管内皮生长因子( vascular endothelial growth factor,VEGF) 等。但是PRP的临床前研究所表现出的作用还不是很明确。就PRP对骨组织再生的影响而言,不同的试验其结果也不尽相同,可能是受到实验条件、试剂、动物、或者其他原因的影响［9 － 10］。尽管PRP在试验中的作用并不明确,但确定的是PRP不会产生相反的作用。因此需要在现有试验研究的基础上,优化试验方法,力求对PRP的作用达成共识。相较于PRP作用的不确定性,釉基质蛋白( enamel matrix protein,EMP) 在临床前研究中所表现出的作用相对比较明确。EMP能够诱导形成新的牙骨质,在形态结构和生物学功能上接近于正常牙周组织,并且在形成牙骨质与牙周组织黏附中起重要作用,因而被认为可以用来诱导牙周组织的再生［11］。实验也表明EMPs在治疗人工Ⅱ度根分叉病变中有显著促进再生的作用,而且可促进无细胞性牙骨质的形成［12］,在现阶段的大动物实验研究中,更多的研究结果发现联合GTR与EMP,对于牙槽骨和牙骨质的形成可能存在促进作用［13 － 14］。

牙周组织作为一种复杂的结构组织,在修复其缺损过程中,不仅要促进牙骨质、牙槽骨等硬组织的再生,而且还要能够保证血管、牙周膜的再生。在这方面b-FGF则表现出更好的作用。b-FGF对于人体组织的再生和修复起了尤其重要的作用,主要表现在促进血管组织的生成、诱导未分化的间充质细胞扩增［15］。在相应的动物模型中也发现b-FGF联合支架材料应用于牙周病损区域能够促进新的牙周组织的形成,并且在该区域内也没有明显的牙根吸收［16］。b-FGF可促进损伤区域细胞的增殖,能够刺激间质细胞的多种生物活性,有利于牙周组织再生［17］。

除了上述的生物信号分子外,还有许多促进牙周组织再生的生物信号分子也受到关注。例如生长分化因子-5( growth /differentiation factor-5,GDF-5) 在牙周组织再生中的作用主要表现在促进骨组织和牙周膜的形成［18］。Kwon等［19］在动物模型上应用GDF-5后,发现GDF-5对于牙周组织的再生是安全的,并且能够修复牙周组织的损伤。现阶段研究中还利用重组的人类骨形成蛋白( recombinant human BMP,rh BMP) 的成骨性治疗牙周病造成的骨内袋、根分叉病变、骨开窗、骨开裂等。结果发现rh BMP对牙周硬组织的再生和恢复有较强的促进作用［20］。

在现阶段的研究中,一些生长因子往往不能表现出理论上所具有的全部功能,因此必须在原有试验的基础上发现可能影响试验结果的因素,比如: 试验中样本量不足,试验中生长因子的使用量不足等原因。另外,很多的动物实验往往是在最后获得组织学结果,而忽视了在整个过程中组织学变化。因此在现有基础上重新优化实验设计,获得可靠的资料,是未来试验研究的着重点。

3. 2临床研究

临床上牙周病患者的牙周组织微环境往往是一个炎性因子与微生物同时存在的复杂环境,这与动物模型中的牙周环境不同。生长因子可能在炎性因子的作用下失去活性,从而造成临床实验研究结果不理想。因此如何能够使生长因子在牙周组织再生过程中持续释放发挥作用,是当前生长因子在牙周组织再生研究中的重要研究方向。目前临床应用最多的是将生长因子与材料复合,但是这种复合还达不到真正缓释的目的,达不到临床所需要的治疗效果。况且牙周组织再生时所应用的生长因子大多只有1种或2种,而牙周组织的再生修复是一个复杂的过程,受多种因素的影响,需在多种因子联合调控下完成。因此,还需就生长因子间如何协同作用、生长因子的选择、如何配伍和选用多大剂量等方面进行深入的研究［21］。

尽管在临床前期的动物实验中很多的生长因子都表现出积极的促进作用。但是仅有EMP一种生长因子实现商品化生产( Emdogain) ,并应用于临床,其余的都处于临床研究阶段。临床应用Emdogain时,操作类似于翻瓣术,只是在根面处理结束后,通过注射装置在根面涂抹Emdogain,然后常规缝合软组织瓣,常规术后维护［22］。有文献报道,将EMP联合应用GTR后能够减少术后并发症［23］。对于那些存在支持结构的骨内袋缺损,应用EMP治疗的临床效果更明显［24］。目前,EMD在牙周再生治疗中的临床应用研究主要集中于骨内缺损和根分叉病变的治疗方面。近年来有研究表明EMP对因牙周炎造成的根面牙骨质缺损有一定的修复作用［25］。

生长因子在牙周组织再生的作用多是通过刺激细胞生长活性而实现的,因此,临床应用时往往将生长因子联合应用GTR或植骨术来提高临床疗效。Parimala等［26］将PRP联合应用植骨术治疗牙周病患者,发现临床症状有明显改善。此外Kitamura等［27］的临床试验结果发现b-FGF联合应用GTR对于促进牙槽骨高度的恢复有明显的作用,但是并不能促进附着丧失的恢复。牙周组织的复杂结构及其在炎症状态下的复杂环境,决定了牙周组织再生的过程是依靠多种因素的相互协同作用共同完成的。研究还发现不同的生长因子联合应用时,相互之间的协同作用对牙周组织的再生有明显的促进作用［28 － 29］。

4干细胞治疗

4. 1临床前研究

传统的牙周治疗主要是机械去除炎症刺激,创建良好的修复微环境,但往往以上皮长结合方式愈合而不是形成新的组织。第一代、第二代的牙周再生治疗主要依赖于牙周组织缺损处剩余干细胞的量,因此,牙周组织再生在生物学上认为是可能的,但在临床上其结果具有不可预测性。干细胞的研究与应用是心血管疾病、糖尿病、神经系统疾病、肝脏疾病等重大疾病治疗和多种组织缺损( 如骨、软骨、神经、血管、牙周组织缺损等) 修复再生的新途径和新希望,是生命科学和医学研究领域国际关注的焦点。在干细胞研究如火如荼的今天,胚胎干细胞以其明显的再生能力和分化能力受到了研究人员的广泛关注,但是其来源使得研究人员不得不面对相应的伦理道德问题。在此条件下, 成体干细胞因其来源简单,具有较强的自我更新能力及分化能力成为干细胞治疗研究的未来发展方向［30］。目前,在牙周组织再生研究中发现,多种来源的干细胞在体外及动物体内具有形成牙周组织的能力。主要包括: 骨髓间充质干细胞( bone marrow mesenchymal stem cells,BMMSCs ) 、牙周膜干细胞( periodontal ligament stem cells,PDLSCs ) ,牙髓干细胞( dental pulp stem cells,DPSCs) ,根尖乳头干细胞( stem cells from apical papilla,SCAP) ,牙囊干细胞( dental follicle progenitor cells,DFCs) 等［31］。但是,牙周组织的愈合方式主要由重新植入牙根表面的细胞类型决定,从这方面考虑, PDLSCs在促进牙周组织再生中可能更占有优势。有研究表明,PDLSCs较其他来源的干细胞能够再生出更多的牙周组织［32］。除此之外,一系列牙周组织再生的大动物研究,尤其是利用小型猪为模型的研究,不仅证明PDLSCs与材料复合后能在牙周缺损处重建正常的组织结构,而且对牙周炎环境所致的组织缺损也能修复,表明PDLSCs不仅能直接分化和产生基质参与组织再生,而且还可能通过调节炎症和再生微环境来完成组织修复［33］。最新的研究有学者将PDLSCs制备成膜片用于牙周组织构建［34］,并发现将异体PDLSCs以膜片形式植于牙周缺损处能产生与自体PDLSCs相同的再生效果,不会受到宿主免疫系统的排斥,这与PDLSCs本身几乎不表达 Ⅱ 型主要组织相容性抗原( major histocompatibility complex II,MHC-II) 和一些共刺激分子相关［35］。因此,在自体干细胞来源受到限制的情况下,基于异体PDLSCs的牙周再生与组织重建将成为临床应用的重要模式。

4. 2临床研究

近年来,MSC在临床疾病的治疗应用主要利用其免疫调节功能。如通过移植MSC治疗自身免疫性疾病- 系统性红斑狼疮( systemic lupus erythematosus, SLE)［36 － 37］。就MSC的出色再生能力而言,临床前期的研究让我们有理由相信实现牙及牙周组织再生是有可能的。虽然目前仍然没有切实可行的安全、简易的干细胞治疗可以为临床牙病患者服务［38］。令人欣喜的是,国外已经有学者在着手这方面的临床研究,我国也有利用干细胞治疗牙周病的临床尝试。2009年,D' Aquino等［39］将DPC /胶原海绵复合体植入临床因拔除阻生第三磨牙造成的第二磨牙远中大面积骨缺损处, 术后一年发现该缺损处不仅再生出一定高度的牙槽骨,第二磨牙远中遭破坏的牙周组织也得到了恢复。该结果表明DPC可以被用来修复和再生组织和器官。 Feng等［40］率先将PDLSCs,牙周膜前体细胞,应用于因牙周病引起骨内缺损的3名患者中,术后32 ~ 72个月的观察结果发现移植的干细胞并没有对牙周组织的再生产生不良影响,影像学显示牙槽骨较术前有明显的再生,且探诊深度、附着水平、牙龈退缩等临床指标均有明显改善。由此推测牙周膜干细胞的移植对于牙周病的治疗可能是安全有效的。Mc Guire等［41］为恢复牙乳头的高度,将患者自体牙龈成纤维细胞( gingival fi- broblast cells,GFCs) 多次注射到预处理的牙龈乳头处,结果显示: 只在组织愈合的前2个月有较明显效果,但不能完全恢复初始高度。因此,一些学者认为, 此方法虽然简便、创伤小,但只能促进少量牙龈缺损的修复,尚存在一定的缺陷: 1由于液体的流动性,注射后细胞悬液的大小、形状和在组织中的分布难以控制; 2细胞注射液不能提供一定的机械支持力; 3细胞液注射后常呈岛形聚集,与受体组织间的黏附性差,不利于细胞生长和发挥功能; 细胞迁移进入毛细血管可能导致毛细血管栓塞,影响局部血供［42］。随着细胞膜片技术的发展,干细胞的移植方式也由局部注射、细胞与支架复合发展到细胞膜片移植及细胞膜片与支架联合移植的方式,既提高了细胞利用率,也进一步拓展了细胞的应用范围。如细胞膜片技术已经应用于皮肤、角膜、心脏、骨组织及牙周组织等再生医学的研究,其中通过细胞膜片技术获取的角膜缘上皮细胞及自体口腔黏膜细胞膜片已成功应用于临床进行眼表重建［43］。

5前景与展望

长期以来,人们进行了大量研究,努力寻求一种理想方法,尽可能最佳修复病损的牙周组织。继GTR之后,将组织工程技术运用于牙周再生成为目前牙周病学研究的新领域。尽管组织工程技术治疗牙周缺损的修复、再生有着巨大的潜力和广阔的前景,但仍有许多问题亟待解决。纯化种子细胞,寻求种子细胞的多种来源途径,获取理想的基质材料,完善牙周组织工程动物实验模型等是今后研究的重点。生长因子与支架材料的联合应用也是未来研究牙周组织再生的一个重要方向,寻找与某种生长因子相适应的生物支架材料对牙周组织再生有重要意义。同时需要多学科、跨专业的技术联合与协作,才能最终实现由基础实验到临床应用的转变这一目标。

随着基因工程技术的发展,基因治疗受到学者们越来越多的关注,具有广阔的应用前景,对于牙周组织的再生修复,基因治疗可以使具有治疗作用的基因产物在局部靶向释放,减少全身的毒副作用,增强局部治疗效果,最大限度的实现牙周组织的再生。目前相关的技术研究仍处于基础实验研究阶段,尚未形成一套成熟有效的治疗程序; 找到一种简便经济有效的治疗方法,使基因治疗成为牙周常规系统治疗的一部分将是牙周再生治疗领域一个革命性的进展。

摘要：近年来,生物信号分子的开发与组织工程技术的研究取得突飞猛进的发展,给牙周再生带来新的机遇和挑战。该文将就牙周组织再生的研究现状作一简述,重点介绍世界范围内生物信号分子和干细胞治疗牙周病的最新临床研究成果和进展。

组织再生篇5

以长柄双花木当年生嫩梢上的.叶柄、嫩茎、嫩叶为外植体,对影响长柄双花木愈伤组织诱导和继代、分化主要因素进行研究.结果表明:在培养基MS+NAA 0.5 mg/L+2,4-D 2.0 mg/L上,三种外植体均可诱导出愈伤组织,其中叶片愈伤组织诱导率最高.该培养基还可作为愈伤组织继代培养基,但继代培养周期不超过2周.愈伤组织接种在MS+BA 2 mg/L上分化不定芽,根的诱导在1/2MS+IBA 0.5 mg/L培养基上进行.

作者：曾建军肖宜安孙敏 ZENG Jian-jun XIAO Yian SUN Min 作者单位：曾建军,肖宜安,ZENG Jian-jun,XIAO Yian(井冈山学院,生命科学学院,江西,吉安,343009)

孙敏,SUN Min(西南师范大学,生命科学学院,重庆,400715)

组织再生篇6

【关键词】引导骨组织再生术；重度牙周病；临床疗效

【中图分类号】R782.11 【文献标识码】B【文章编号】1004-4949（2015）02-0080-02

牙周病是一种临床中比较复杂的疾病，其治疗过程是一个长期系统的过程[1]，对于其治疗过程开展过程中，一个很重要的组成部分就是基础治疗过程的开展，尤其是对于重度牙周病患者来说，一定要开展有效的基础治疗过程，才能够明显的消除牙龈炎症，从而正确的开展治疗过程，由于牙龈上皮组织的生长速度非常快，因此在植入生物膜的过程中，必须要通过完全软组织的长入，才能够很好的实施治疗过程。下面本文选取了我院进行治疗的80例重度牙周病患者，分别采用单纯的引导骨组织再生术与引导骨组织再生术，术后植入人工骨，对比两组患者的临床疗效，现资料统计如下。

1资料与方法

1.1临床资料

本次试验选取的患者均为2013年08月～2014年08月在我院进行治疗的80例重度牙周病患者，每组各40例。其中男43例，女37例。治疗组，年龄28岁到57岁之间，平均年龄（38.92±5.34）岁。对照组，年龄28岁到57岁之间，平均年龄（38.63±5.63）岁。两组患者都没有既往牙周病史，也没有其他不良的临床疾病症状[2]。两组患者一般临床资料相比，无显著差异性（P>0.05），具有可比性。

1.2治疗方法

两组患者在开始分组治疗之前，需要开展基础治疗过程，主要是对患者实施口腔卫生宣传指导[3]，使得患者能够保持牙龈及其局部治疗过程有效开展。

对照组采用单纯的引导骨组织再生术，手术前先进行消毒操作，之后实施麻醉过程，选择牙周翻瓣，作为内部斜切口处，之后将其根面进行平整处理，将患者的炎性肉芽组织进行全面消除，之后根据患者缺损的形状修建膜，使得其能够彻底的将之前缺损区域完全覆盖，这样可以选择在患者牙根方和侧方大约超出两厘米到三厘米的位置处[4]，在冠方应使粘骨膜瓣完全将膜的上边缘覆盖，同时保证瓣膜不会出现折叠等情况，从而能够将其固定膜利用可吸收缝线进行悬挂固定，之后在患者的牙齿邻轴角位置处进行打结操作。

治疗组采用引导骨组织再生术，手术操作同对照组，之后在术后植入人工骨，将人工骨利用生理盐水浸湿后，将其放入到患者的牙骨缺损区域，然后适当的加压操作，保持患者牙骨缺损区域的高度一致性，将粘骨膜瓣进行覆盖操作，之后保证位置一致后完成缝合处理过程。术后两组患者必须要做好常规抗感染治疗过程实施，可以通过口服抗生素药物的方式开展术后抗感染治疗过程，术后间隔10天左右进行拆线操作[5]，每天饭后以及睡前都需要进行漱口，每次含着漱口液大约两分钟左右。对比两组患者的临床疗效、牙周袋探诊深度和临床附着水平丧失情况。

1.3统计学处理

本次采用SPSS18.0统计学软件进行处理分析，计量资料采用t检验，组间对比采用X2检验，P<0.05为差异显著性，有统计学意义。

2.结果

2.1两组患者治疗前后的牙周袋探诊深度和临床附着水平丧失情况结果对比

治疗前：治疗组患者的牙周袋探诊深度和临床附着水平丧失情况结果分别是（5.42±1.69）mm和（5.35±1.44）mm；对照组患者的牙周袋探诊深度和临床附着水平丧失情况结果分别是（5.39±1.74）mm和（5.36±1.45）mm。

治疗后：治疗组患者的牙周袋探诊深度和临床附着水平丧失情况结果分别是（3.87±1.18）mm和（3.76±1.14）mm；对照组患者的牙周袋探诊深度和临床附着水平丧失情况结果分别是（4.97±1.30）mm和（4.98±1.27）mm。

两组患者的两项指标结果都发生了下降，但是实施治疗后，两组各项结果对比存在显著性差异（P<0.05），具有统计学意义。

2.2两组患者的临床疗效结果对比

治疗组中有35例患者经过手术及其植入骨治疗后，采用X线进行临床诊断，结果发现患者的根尖片骨下袋處暗影逐渐变小，同时患者的牙槽骨密度显著增加，其治疗有效率为87.50%。同时患者实施植入骨治疗后，35例患者在X线进行临床诊断，结果发现有新骨长成。对照组中有27例患者经过手术及其植入骨治疗后，采用X线进行临床诊断，结果发现患者的根尖片骨下袋处暗影逐渐变小，同时患者的牙槽骨密度显著增加，其治疗有效率为67.50%。两组各项结果对比存在显著性差异（P<0.05），具有统计学意义。

3.讨论

本文选取了我院进行治疗的80例重度牙周病患者，分别采用单纯的引导骨组织再生术与引导骨组织再生术，术后植入人工骨，对比两组患者的临床疗效，结果发现治疗组中有35例患者经过手术及其植入骨治疗后，采用X线进行临床诊断，结果发现患者的根尖片骨下袋处暗影逐渐变小，同时患者的牙槽骨密度显著增加，其治疗有效率为87.50%。同时患者实施植入骨治疗后，35例患者在X线进行临床诊断，结果发现有新骨长成。对照组中有27例患者经过手术及其植入骨治疗后，采用X线进行临床诊断，结果发现患者的根尖片骨下袋处暗影逐渐变小，同时患者的牙槽骨密度显著增加，其治疗有效率为67.50%。两组各项结果对比存在显著性差异（P<0.05），具有统计学意义。这说明了重度牙周病患者采用引导骨组织再生术，术后植入人工骨的治疗方式，能够有效的提高临床疗效，降低术后不良反应发生率，值得在临床中推广应用。

参考文献

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辣椒愈伤组织再生体系研究进展篇7

1 基因型的影响

基因型是影响辣椒愈伤组织诱导与植株再生的一个重要因素, 不同品种之间愈伤诱导率及其再生率有显著差异[6]。罗素兰等[7]选用4种不同的辣椒进行再生体系的研究, 结果表明不同品种的分化频率有所不同, 最高为83%, 而最低的仅为67%;龙凤等[8]选取9个辣椒品种的子叶、下胚轴接种于芽诱导分化培养基, 结果显示不同品种间分化频率差别较大, 变化范围为50%~90%, 说明辣椒不定芽诱导分化率具有明显的基因型依赖性。

2 外植体的影响

选用不同的外植体, 在愈伤诱导、不定芽的分化以及不定芽生根等各个阶段所得出的结果就有很大差异, 如辣椒的子叶、茎尖、上胚轴、下胚轴、真叶、花药等均可用于愈伤组织的诱导, 但结果却有很大不同。王旭英等[9]以彩色辣椒茎尖、子叶、上胚轴、下胚轴为外植体进行离体培养, 发现在诱导愈伤时, 不同外植体愈伤组织的诱导率不同, 子叶最高为95%, 其他的依次为茎尖、上胚轴、下胚轴;张春芬等[10]同时报道下胚轴和真叶有诱导形成不定根的现象。柳建军等[11]认为带柄子叶的分化显著优于子叶和下胚轴;但崔群香等[12]对试验综合成苗系数与诱导频率进行研究, 认为去根和子叶的苗尖更有利于彩色辣椒离体再生成功。

3 植物生长调节剂的影响

在辣椒组织培养中, 常用植物生长调节剂有IAA、6-BA、NAA、GA3、2, 4-D、ZT、KT、IBA等。在各个不同的培养阶段, 所用的植物生长调节剂种类和植物生长调节剂组合各有不同。辣椒诱导愈伤时, 植物生长调节剂通常选用2, 4-D与细胞分裂素配合使用或细胞分裂素与NAA配合使用, 而在分化培养时, 一般采用细胞分裂素与IAA配合使用, 同时发现添加一定量的AgNO3有利于提高不定芽的分化频率。

3.1 愈伤组织的诱导

合适的激素浓度配比对于诱导产生较好的愈伤组织及其随后的分化至关重要[13]。各种植物生长调节剂组合均能不同程度地诱导出愈伤组织, 但诱导效率和愈伤组织的质量不同。高浓度的2, 4-D最易诱导愈伤组织, 但愈伤组织质地疏松透明, 不能分化芽[8]。这一观点也得到了董兆龙等[14]的证实。李永文等[2]采用不同激素组合对彩色辣椒子叶愈伤组织诱导, 发现单用6-BA比6-BA与NAA配合使用效果要好;王迅等[15]用6-BA、KT、IAA等3种激素设置12种配比, 发现都能诱导愈伤, 但6-BA的效果比KT普遍要好;罗素兰等[7]报道, 当IAA和NAA的质量浓度为1.0、2.0、3.0 mg/L, 而6-BA质量浓度为0.1、0.5、1.0 mg/L时, 子叶外植体只形成愈伤组织, 且伴随生根现象, 但随着6-BA浓度的升高和IAA、NAA浓度的降低, 不定芽分化频率增高, 愈伤组织产生减少。

3.2 愈伤组织的分化

在辣椒愈伤组织分化的过程中, Sadhana等[16]发现6-BA是重要的激素之一;唐亮等[17]认为6-BA在一定范围内 (0~5 mg/L) 浓度越大越有利于诱导分化, 同时配以IAA、NAA、ZT等激素效果更好;Sanatombi等[18]也得出芽的最适培养基为MS+6-BA 8.8μmoL/L+IAA 11.4μmoL/L。李英慧等[19]对不同含量的6-BA、ZT、KT等细胞分裂素对辣椒子叶再生频率的影响进行分析, 结果表明6-BA的诱导效果最好, ZT次之, KT基本上不能诱导不定芽。何晓明等[20]的研究成果也是如此。研究者同时发现, 由2, 4-D诱导产生的愈伤在以后的芽分化培养基中不能产生不定芽, 且2, 4-D对不定芽的分化有明显的抑制作用[20]。在同一6-BA浓度下, 6-BA/IAA组合诱导不定芽的效果明显优于6-BA/NAA组合, 6-BA/IAA的浓度比为10∶1的培养基的分化率高于5∶1的培养基, 并得出最适不定芽诱导培养基为MS+6-BA 5 mg/L+IAA 0.5 mg/L[21], 这一结论也得到了孙丽萍[22]、龙凤等[8]的认可。

3.3 不定芽的伸长与生根

缪武等[23]报道辣椒离体培养的主要困难在于芽伸长的诱导, 在芽伸长培养基中添加2 mg/L的GA3可诱导芽的伸长, 但若在芽分化培养基上添加GA3, 则会抑制芽分化, 产生大量愈伤组织;姚明华等[24]也发现6-BA、GA3是不定芽生长的显著影响因子, 6-BA浓度的增加对不定芽的伸长有抑制作用, 当6-BA浓度为5 mg/L以上时, 不论GA3的浓度为多少, 不定芽块只有膨大现象;黄真池等[25]也发现除6-BA、GA3外, 适当增加IAA浓度可促进不定芽的伸长;汤银珠[26]认为2.0 mg/L ZT和2.0 mg/L 6-BA的配合使用能促进不定芽的伸长。张先云等[5]、谢立波等[27]都认为芽伸长的最佳培养基为MS+6-BA 5 mg/L+IAA 0.2 mg/L+GA32 mg/L+AgNO34 mg/L。不定芽的生根普遍认同在基本培养基中添加IAA、NAA即可。余小林等[28]、罗素兰等[7]研究发现, 生根最适培养基为MS+IAA 1 mg/L, 不定根的诱导率高达95%。张春芬等[10]发现相比不附加激素的1/2 MS培养基, 添加了0.1 mg/L、0.3mg/L IAA后, 生根时间缩短3~5 d且根长得粗壮, 若IAA浓度增加为0.5 mg/L时, 根系形成鸡爪根。敬国兴等[29]将不定芽转入1/2 MS+IAA 1 mg/L、NAA 0.5 mg/L的生根培养基, 不定根生根率达85%~100%, 而再生苗置于只添加1/2 MS+IAA 0.8~1.0 mg/L的培养基时, 根多而细长, 成活率低。

4 苗龄的影响

辣椒苗龄对再生频率也有很大影响。一般认为子叶离体培养的最适叶龄为12~16 d[30]。研究者[31]发现随着叶龄增加, 再生能力先升高后降低。柳建军等[32]认为无菌苗苗龄的大小, 对带柄子叶的分化再生能力有很大影响, 3 d的苗几乎不分化, 6~12 d的苗分化率较高, 苗龄达15 d的分化率明显降低, 且分化的芽数也少。罗素兰等[7]、姚明华等[24]、成善汉等[21]也认为12~14 d分化率最强。但周钟信等[33]以30 d叶龄子叶为外植体进行培养, 也获得再生植株, 而且芽分化率、移栽成活率均为100%。

5 AgNO3的影响

一些研究者发现在诱导芽分化时, 外植体切口易产生褐化现象, 从而使芽的诱导受影响, 添加一定浓度的AgNO3可以抑制褐变, 同时可以促进芽的分化。王迅等[15]的试验表明, 与未加硝酸银相比, 加入硝酸银能提高芽分化率的30%, 并大大缩短分化时间, 但他同时指出过高浓度的硝酸银会造成植株茎叶畸形, 最适浓度范围为3~4 mg/L;张先云等[5]的试验显示, 添加硝酸银后, 某些品种的分化率达到了100%。

6 其他因素的影响

辣椒组织培养通常在25℃、光照12~16 h/d、1 200~2 000 lx条件下进行。而进行培养所用的基础培养基大多数为MS培养基, 也有使用MB (MS无机盐+B5有机成分) 为基本培养基的。张先云等[5]的试验指出以真叶作为外植体进行再生体系的建立, 则MB培养基较为合适;黄真池等[25]以子叶为外植体也得到了同样的结论。此外, 余小林等[28]报道LY (氨基酸混合物) 添加物对分化有一定的促进作用, 效果比添加水解酪蛋白的效果好;李永文等[2]指出相比固体培养和液体静置培养, 半固体培养方式下愈伤组织出现早且诱导率高;黄丽华等[34]发现红光、白光有利于辣椒愈伤组织的形成, 蓝光、绿光对芽分化有抑制作用。

7 存在的问题及对策

自20世纪70年代用辣椒子叶和胚轴诱导出再生芽以及用辣椒花药培养获得单倍体植株以来, 辣椒离体培养技术有了很大的改进;离体培养技术的范围也在不断扩大, 但还是存在一定的问题。

7.1 基因型依赖性

辣椒通过愈伤组织再生途径获得再生植株虽已获得成功, 但不同品种及变种间的组织培养效果差别很大。不同基因型材料的子叶、下胚轴在离体培养条件下, 芽分化率在50%~90%不等[8]。可通过查阅前人的研究结论或是通过筛选较适宜离体培养的品种进行进一步试验研究, 以避免由基因型的影响引起的试验结果不理想。

7.2 褐化现象

据报道, 在辣椒诱导芽分化时, 外植体切口易产生褐化现象, 从而使芽的诱导受影响, 影响再生体系的建立。研究发现, 可通过添加一定浓度的AgNO3 (3~4 mg/L) 、VC、活性炭抑制褐变[30], 但高浓度的AgNO3也会导致畸形芽的形成, VC、活性炭对外植体的再生有一定的负面影响。

7.3 不定芽伸长困难

组织再生篇8

关键词：半夏,组织培养,分化再生,愈伤组织

半夏(Pinelliae ternata)为天南星科多年生草本植物,药用历史悠久,其地下块茎干燥炮制后入药,具有燥湿化痰、降逆止呕、消痞散结之功效[1]。近年来,研究发现半夏还有抗早孕、抗肿瘤、降血脂、护肝等功能,因而备受国内外关注[2]。半夏既能进行有性繁殖,又能进行无性繁殖。但半夏结实率低,出苗率低,种子在常温条件下贮藏,生活力较易丧失,因此,通常生产上不直接用种子繁殖[3]。在自然界中,半夏主要由生于叶柄下的珠芽繁殖。由于珠芽采集困难,故不能广泛栽培。因此,药源只能收集野生半夏,野生半夏也因大量采挖而近于枯竭,不能满足药用需求[4]。利用组培技术对半夏进行试管繁殖,不仅可提高繁殖系数,还可显著改良半夏品质[3]。因此,有必要利用半夏组织培养快速繁殖提供植物材料以满足市场需求。

1 材料与方法

1.1 试验材料

来源于云南农业科学院生物技术与种质资源研究所。

1.2 试验方法

1.2.1 激素对愈伤组织形成的影响。

以MS培养基为基本培养基:琼脂9g/L+蔗糖30g/L;p H值5.8,添加不同浓度的2,4-D和6-BA,分装于三角瓶,于121℃(1.1kg/cm2压力)灭菌15min备用。取半夏地下块茎、叶柄和叶片,清洗干净后,用手剥去表皮,用3%次氯酸钠溶液浸泡30min待用。在无菌工作台上先用75%乙醇浸泡10s,再用0.1%升汞浸泡10min,无菌水冲洗3~4次,滤纸吸去表面水分。将半夏块茎、叶柄、叶片切成约3mm3左右的小块,接种于不同种类及浓度激素的MS培养基上,置室内散射光下,室温(16~20℃)下培养。

1.2.2 激素对愈伤组织分化苗的诱导影响。

将以上形成的生长良好的愈伤组织转接到含有不同浓度2,4-D和6-BA的培养基(琼脂9g/L+蔗糖30g/L,p H值5.8)上,常温光照培养。

1.2.3 外植体放置方式对不定芽的影响。

外植体的放置方式分水平放置和块茎、叶柄垂直插入培养基。培养基为MS培养基:琼脂9g/L+蔗糖30g/L,p H值5.8。

1.2.4 无菌苗苗龄对外植体分化的影响。

选不同苗龄无菌苗接种于培养基,培养30d,比较出苗率。

1.2.5 继代培养中激素浓度对不定芽的影响。

将诱导得到的芽丛,4~5个切为1团,接种于含不同浓度6-BA的MS培养基上,于温度(20±2)℃、光强30μmol/m2·s的环境中培养,光照时间12h/d左右,培养30d,调查芽丛增殖倍数。

1.2.6 生根培养。

将以上外植体产生的丛生芽切分转至不同激素配比的生根培养基上,p H值5.8~6.2。培养温度为(24±2)℃,在自然散射光下培养。

2 结果与分析

2.1 激素对愈伤组织形成的影响

接种1周后,外植体边缘开始增厚,2周后形成白色疏松愈伤组织。从表1~3可以看出,植物激素的种类及浓度对半夏的脱分化起重要调节作用,在不加任何激素的培养基上,外植体不能形成愈伤组织。培养基中只加某一种激素时,也不能诱导出愈伤组织,只有当2,4-D与6-BA一起使用时,才能诱导出愈伤组织。

从表1可以看出,在对半夏块茎诱导中以6-BA 2mg/L+2,4-D 2mg/L时的诱导效果最佳,诱导率达92%。当6-BA和2,4-D达到3mg/L时,出现外植体的褐化、坏死。从表2~3可以看出,在对半夏的叶柄和叶片诱导中,所需6-BA有所升高,当6-BA 3mg/L+2,4-D 2mg/L时,诱导效果最好,叶片诱导率达70%,叶柄诱导率达52%,但出现少量外植体褐化现象。可见外植体对激素浓度有一定的适应范围,过高和过低都不利于愈伤组织的诱导。

2.2 激素对愈伤组织分化苗的诱导影响

激素对愈伤组织分化苗的诱导试验结果表明(图1),2,4-D与6-BA对苗的分化都有重要的作用,而6-BA的作用更明显,且2,4-D与6-BA的合理配置是半夏分化苗的关键所在。据试验结果观察,在半夏分化苗过程中,激素配比以6-BA 2mg/L+2,4-D 2mg/L组合效果最好,诱导率可达100%。

在激素浓度对不定芽的研究中,诱导愈伤组织和愈伤组织分化所需的2,4-D有所不同,诱导愈伤组织中偏高,在愈伤组织分化中偏低;6-BA没太大变化。

2.3 外植体放置方式对不定芽的影响

从图2可以看出,外植体的放置方式对出芽有很大影响。块茎垂直放置出苗率高,出芽率达82%,水平放置出芽率达40%。叶柄和叶片平放于培养基效果较好,出芽率分别为52%和70%;叶柄垂直插入培养基,出芽低,仅有20%,且出芽速度慢。

2.4 无菌苗苗龄对外植体分化的影响

从图3可以看出,无菌苗苗龄对半夏外植体的出芽率有很大影响。当无菌苗苗龄为10d时,叶片的分化率仅为40%,叶柄分化率达50%,而块茎的分化率最高,可达94%。无菌苗苗龄为10~25d时,叶片分化率达78%,叶柄分化率达57%,而块茎的分化率有所下降,达83%。无菌苗苗龄为45d以上时,叶片和叶柄分化率近于0,块茎的分化率为58%。

2.5 继代培养中激素浓度对不定芽的影响

从图4可以看出,当6-BA为3mg/L时增殖倍数最高6-BA为2mg/L次之。从芽增殖倍数看,芽增殖所需6-BA浓度较芽分化所需6-BA浓度没太大变化,当不加6-BA时,仅有芽伸长,没有芽增殖,有根长出;当6-BA为3mg/L时增殖倍数达4倍左右,长势良好,植株高于其他处理;当6-BA为4mg/L时,增殖芽数明显下降,植株较矮。

2.6 激素对不定芽生根的影响

从表4可以看出,当培养基中不加6-BA和2,4-D,或浓度为1.0~2.0mg/L时,不利于生根;当6-BA 0.2mg/L+2,4-D0.2mg/L时,生根效果最好;当6-BA 0.1mg/L+2,4-D 0.3mg/L时,生根效果次之;当6-BA 0.3mg/L+2,4-D 0.1mg/L时,有根长出。

注:-表示差,+表示一般,++表示较好,+++表示好,++++表示很好。

3 讨论

任何植物细胞或组织培养体系的建立,都必须采用适宜的外植体。同一种植物不同的组织和器官其再生能力有很大差异。半夏不同外植体的出芽率也有差异,块茎的分化出苗率较高,叶片其次,叶柄最低。

在影响半夏出芽的外界因素中,外植体的年龄对植株再生有重要影响[5],无菌苗苗龄低,接种过程中容易造成机械损伤,使伤口褐化,导致外植体死亡,出芽率下降,苗龄过高,易形成倒苗,叶片和叶柄老化甚至枯萎,不能用做外植体,生长旺盛期和珠芽成熟期的半夏材料,其外植体的分化率都较高;倒苗期,外植体材料减少,不利于快繁和研究。

半夏外植体在培养基中的放置方式对外植体分化有很大影响,块茎垂直放置出苗率高;叶柄和叶片平放于培养基中效果较好;叶柄垂直插入培养基出芽低,仅有20%,且出芽速度慢。

块茎的分化率与采集时间关系不大。继代过程中,所需6-BA浓度较分化时的浓度变化不大,但值得注意的是芽丛分割的大小对植株成活有较大影响,材料分割应在4个以上,芽的个数少,芽基的萌发相应较少,甚至造成原块茎腐烂[6]。

培养条件是半夏离体培养的重要环节,最佳培养温度为18~20℃,温度过低,诱导时间延长,诱导率下降;温度过高时,切块容易变黑,若形成愈伤组织其颜色呈淡黄色,容易老化,分化成苗率低。在分化出苗期,光的作用比较明显,光照时间应较长[7]。

为了改变野生半夏资源供不应求,人工栽培半夏因繁殖力低及品种退化等原因造成短缺的现状,应用现代生物学手段对其进行组织培养,既可以建立半夏无性系快速繁殖系统,提高其繁殖系数;又可以筛选出具有优良性状的半夏品种。

参考文献

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组织再生篇9

组织工程神经支架是替代自体神经移植的一种有前途的产物,通过外科手术将其植入神经断端之间,促进神经再生。神经支架可成功连接短距离周围神经损伤已被许多学者认可,但是缺乏雪旺细胞( Schwann cells,SC) 或内部支架支撑的神经支架无法有效地修复长距离的周围神经缺损[1]。作者对近年来雪旺细胞与组织工程神经支架用于周围神经再生的相关研究进展作一综述。

1SC的功能特点

SC是周围神经系统中主要的神经胶质细胞,也是第一个且最广泛用于组织工程神经支架移植的细胞, 在PNI中,SC对神经元的生存和功能、神经纤维的再生和神经传导功能的恢复起着不可或缺的作用。

在PNI的应答中,SC的表型迅速发生变化为轴突再生提供了一个通道,这是神经再生的关键。SC还能产生各种高水平的生长因子,如神经生长因子、脑源性神经营养因子、胰岛素样生长因子、神经胶质源性生长因子等。另外,SC还具有吞噬作用,参与初步清理髓鞘碎片。在SC被植入PNI损伤的位点后,用遗传标记技术可追踪到其积极地参与了神经再生[2]。

2SC的来源

2.1同种异体SC

在20世纪80年代,同种异体SC首次被用于支持细胞用于PNI的修复。因为SC移植后会产生排斥反应,所以必须同时应用免疫抑制药物。

2.2同源性SC

由于免疫排斥反应的存在,使用同源性SC似乎是一个更好的选择。Tohill等就同种异体SC和同源性SC对修复大鼠间距为10 mm的坐骨神经损伤的效果进行比较,结果表明,在移植的第6周,同种异体SC被宿主所排斥,而同源性SC仍被认同; 同种异体SC和同源性SC增加轴突再生的距离是一样的,但同源性SC轴突再生的数量更多一些[3]。

2.3自体SC

自20世纪90年代以来,自体SC已经开始尝试作为支持细胞使用。接种有自体SC的神经支架已被证明可以有效地修复大鼠正中神经的缺口,实现和自体神经移植一样的结果[4]。

2. 4 SC 系

因为初代SC的分离和培养是一个耗时的过程, 永生化的雪旺细胞系已被纳入研究人员的实验考虑中。据报道,SC TM41细胞系近似于初代雪旺细胞。然而,与含有初代SC的移植物相比,含有SC系TM41的移植物轴突再生显著减少。即使脑源性神经营养因子转导的TM41细胞系神经再生反应比亲代的TM41细胞系更强,但还是达不到和初代SC相同的程度[5]。

3各种神经支架材料的研究现状

3.1同种异体或异种组织类

除了自体神经移植,自体非神经组织( 如肌肉、血管、肌腱和神经外鞘等) 的移植一直被尝试作为神经支架来连接周围神经间距,虽然已显示出成功的修复[6], 但是存在来源不足和宿主排斥的问题。Alberti等将脱细胞的牛肌腱与SC结合,体外联合背根神经元共培养证明其可以促进神经再生[7]。

3.2天然生物聚合物类

3. 2. 1胶原和其他细胞基质成分大多数细胞在多细胞生物中都是由复杂而混合的无生命材料包裹,这些无生命材料称为细胞外基质( extracellular matrix, ECM) ,包括胶原、层粘连蛋白、纤连蛋白等,在轴突再生中起到重要的作用。

例如,由猪Ⅰ型胶原蛋白溶液形成的、晶体定向控制的、具有导向作用的多孔支架,经实验证明再生的神经通过直径在20 ~ 120 mm、纵向紧密包装的管道,可延长至整个支架的长度[8]。

3. 2. 2甲壳素、壳聚糖等天然多糖类甲壳素是继纤维素之后,在自然界发现的第二大富产的多糖,它可以从甲壳类动物的外壳、昆虫的外骨骼及真菌的细胞壁中提取出来。壳聚糖和甲壳素一样,作为生物材料具有良好的生物特性,且更容易处理。它们已经被越来越多地应用于神经组织工程之中[9]。

3. 2. 3丝素蛋白和其他天然蛋白质天蚕丝一直在医学上被用作手术缝合线,直到最近蚕丝蛋白的发现。蚕丝蛋白是天蚕丝的一种核心蛋白质,已经被迅速应用于生物医学领域,因为它可以免除不良的机体免疫反应。同样地,从头发、羊毛、指甲和羽毛中提取出的角蛋白和其他基质蛋白也被尝试作为新型支架材料用于PNI的修复。

3.3合成材料

3. 3. 1非降解合成材料从历史上看,非降解合成材料的尝试都早于可降解合成材料。自20世纪60年代硅胶被用于周围神经修复的研究以来,因其惰性和弹性使硅胶管成为制造神经支架的第一个和最常用的合成材料。非降解支架也使用塑料制造,如丙烯酸聚合物、聚乙烯、弹性体等[10,11,12].

3. 3. 2可降解合成材料为了克服非降解合成材料的缺点,科学家们开始使用可降解合成材料制作神经支架。此类材料要求在合适的时间内完成降解,并且其降解产物可以被机体吸收,仅伴有轻微的异物反应。

脂肪族聚酯是一类常见的可降解合成聚合物,其中聚乳酸、聚乙醇酸、聚已酸内酯和它们的共聚物,已经被批准成为在医疗器械领域使用的生物材料之一。除此之外,聚磷酸酯、聚氨酯和一些带电聚合物也一直在试图用于制作神经支架[13]。

4SC的应用

在周围神经再生的动物实验中,很多研究者将SC作为支持细胞来研究组织工程神经支架对周围神经再生的作用。现将近年来的一些相关动物实验归纳总结如表1所示。

组织再生篇10

1 材料与方法

1.1 供试材料

富贵竹的茎段、顶芽、腋芽。

1.2 各阶段采用的培养基

1.2.1 腋芽诱导。

外植体不同部位诱导腋芽萌生能力强弱所用培养基: (1) 6-BA 6mg/L+NAA 0.1mg/L。中下部茎断诱导腋芽萌生的培养基: (2) 6-BA 1.5mg/L+NAA 0.1mg/L; (3) 6-BA 2.0mg/L+NAA 0.1mg/L; (4) 6-BA 2.5mg/L+NAA 0.1mg/L; (5) 6-BA 3.0mg/L+NAA 0.1mg/L; (6) 6-BA 4.0mg/L+NAA 0.1mg/L; (7) 6-BA 5.0mg/L+NAA 0.1mg/L; (8) 6-BA 6.0mg/L+NAA 0.1mg/L; (9) 6-BA 7.0mg/L+NAA 0.1mg/L; (10) 6-BA 9.0mg/L+NAA 0.1mg/L。

1.2.2 愈伤组织诱导。

6-BA+2, 4-D对愈伤组织形成的影响: (11) 6-BA 0.1mg/L+2, 4-D 1.0mg/L; (12) 6-BA 0.1mg/L+2, 4-D 2.0mg/L; (13) 6-BA 0.1mg/L+2, 4-D 3.0mg/L。6-BA+NAA及腋芽不同切分方式对愈伤组织形成的影响: (14) 6-BA2.0mg/L+NAA 0.02mg/L; (15) 6-BA 2.0mg/L+NAA 0.2mg/L。腋芽纵切情况下6-BA+NAA对愈伤组织形成的影响: (16) 6-BA 2.0mg/L+NAA 0.1mg/L; (17) 6-BA 3.0mg/L+NAA 0.1mg/L; (18) 6-BA 4.0mg/L+NAA 0.1mg/L; (19) 6-BA 2.0mg/L+NAA0.2 mg/L; (20) 6-BA 3.0mg/L+NAA 0.2mg/L; (21) 6-BA 4.0mg/L+NAA 0.2mg/L; (22) 6-BA 2.0mg/L+NAA 0.3mg/L; (23) 6-BA 3.0mg/L+NAA 0.3mg/L; (24) 6-BA 4.0mg/L+NAA 0.3mg/L。

1.2.3 不定芽分化及植株再生。

培养基采用 (16) ~ (24) 。

1.3 操作方法

取0.8~1.5cm粗的茎段作为外植体, 用自来水冲洗掉外部的泥土和杂物, 剪成长6~8cm带1~2个芽的节段, 置于0.15%升汞中处理13~15min, 用无菌水冲洗3~4次, 接种到诱导培养基中诱导腋芽萌动。当芽长2.5~4.5cm时, 将无菌芽切下, 诱导愈伤组织, 继而分化出不定芽, 经不断继代以达到扩大繁殖的目的。基本培养基为MS, 并根据需要附加6-BA、2, 4-D及NAA等激素, 蔗糖30g/L, 琼脂4.5g/L, pH值5.8, 培养温度25±1℃, 每天光照10~12h, 光照强度1 300~1 500 Lx。

2 结果与分析

2.1 腋芽的诱导

2.1.1 外植体不同部位产生腋芽情况。

把经灭菌处理的不同部位富贵竹接种到培养基MS+6-BA 6.0mg/L+NAA0.1mg/L上, 经过14d培养, 下部茎段腋芽开始萌动, 萌发的腋芽如米粒状, 光亮的白色或浅绿色。再过2d, 中部茎段腋芽开始萌动, 而顶部的茎段到第20天才有腋芽萌动的迹象。继续培养25~30d, 下部茎段的腋芽展开伸长至2.5~3.5cm, 芽粗壮而正常;中部茎段的腋芽也伸长至2.5~3.5cm, 而顶部的茎段腋芽只伸长至1.5~2.5cm, 芽较矮小而瘦弱。经过50d的培养和观察, 结果表明茎段腋芽萌发的能力以中下部的较强, 出芽率85%以上, 上部的较差 (见表1) 。

2.1.2 6-BA+NAA对中下部茎段腋芽诱导的影响。

选取经灭菌处理的中下部茎段, 接种到 (2) ~ (10) 号培养基组合上, 以找出6-BA对腋芽诱导的影响。经50d的培养和观察, 结果表明, 在试验范围内, 不论培养基中6-BA浓度高低均有较高的腋芽诱导率, 但腋芽质量以6-BA 4.0~5.0mg/L的诱导效果较好, 芽粗壮, 颜色深绿, 且出芽率较高, 超过95%;但在其他的培养基上, 芽相对较矮小而瘦弱 (见表2) 。

2.2 愈伤组织诱导

2.2.1 2, 4-D对愈伤组织形成的影响。

将诱导出的腋芽横切成1mm左右厚的薄片, 接入到 (11) ~ (13) 号培养基上暗培养, 以诱导愈伤组织。接种7d后在含2, 4-D 1.0~2.0mg/L的11) (、 (12) 号培养基上的部分切片表面膨大, 14d表面形成少许白色点状物, 渐增多且湿润, 21d成为无色的半透明愈伤组织。培养35d后统计愈伤组织诱导率分别为25.0%、21.7%和4.3%。

2.2.2 6-BA+NAA对愈伤组织形成的影响。

分别将无菌芽的叶片、茎段 (切去上端1/3~1/2部分, 并纵切两半) 以及茎段切片 (横切厚0.5~1.0mm) 接种到 (11) 、 (14) 、 (15) 号培养基上进行培养。5d后 (15) 号培养基上的茎段基部膨大, 12d表面形成少许白色点状物, 18d出现无色的半透明愈伤组织, 且有的愈伤组织有白色突起。培养35d后统计愈伤组织诱导率, 结果表明带芽茎断纵切诱导产生愈伤组织的能力比叶片及茎断横切片强, 同时较高浓度的NAA对愈伤组织的诱导率比2, 4-D高 (见表3) 。

2.2.3 腋芽纵切情况下6-BA+NAA对愈伤组织形成的影响。

将腋芽纵切接种到6-BA+NAA不同组合的培养基 (16) (24) 上进行暗培养。5d在 (25) 号培养基上的茎段表面出现膨大, 随后2d各个组合上的茎段均出现不同程度的膨大, 17d表面形成少许白色点状物, 25d形成无色的半透明愈伤组织, 且在各个组合的茎段愈伤组织表面有白色突起。经过35d的培养和观察, 结果表明:6-BA 3.0mg/L+NAA 0.3mg/L培养基的愈伤组织诱导率最高;同时随NAA浓度的升高, 愈伤组织的诱导率有逐渐升高的趋势。这说明在愈伤组织诱导的过程中, 当细胞分裂素浓度在一定允许范围时, 生长素浓度越高, 愈伤组织诱导效果越好 (见表4) 。

2.3 不定芽分化及植株再生

将愈伤组织随机转接到培养基 (16) ~ (24) 上。15d后在 (23) 号培养基上的白色突起均分化成浅绿色小芽体;有的茎段则直接分化出嫩叶。35d后小芽体展开成具茎、叶的小植株。经过60d的培养和观察, 每瓶分化出3~5个长0.5~1.5cm的小苗。

3 讨论

3.1 不同部位的外植体腋芽发生和生长能力

在植物组织中高度分化的细胞, 通过人工培养都能使之脱分化, 从而恢复到幼龄的胚胎性细胞阶段。但由于各种内在原因和外界条件的限制, 还不能轻易使植物任何部位的任一细胞都恢复胚性, 重新开始它的胚胎发育, 虽然理论上有这种可能性, 现实中更多的是采用植物的某些器官或组织来进行组织培养。经试验, 富贵竹外植体不同部位 (顶部、中部和基部) 均能诱导产生腋芽, 但顶部、中部的生长速度不但不及基部的快, 腋芽数也不及基部的多, 芽体也没有基部的粗壮。由此可见, 在相同的条件下, 不同部位的茎段萌发能力有着明显的不同, 富贵竹的腋芽诱导能力以基部的最强。

3.2 不同外植体对愈伤组织诱导的效果

外植体对激素的不同反应很可能与材料本身的生理状态、植物受体的多样性以及与内源激素的合成和代谢上的差异有密切关系。表4的结果显示, 不同外植体的出愈情况存在较大的差异。富贵竹不同外植体 (叶片、茎段、茎段切片) 均诱导产生愈伤组织, 茎段的出愈率最高为100%, 其次为茎段切片, 再为叶片。茎段愈伤组织表面能产生芽体, 继而分化出小苗;切片也可以诱导出愈伤组织形成小芽体, 进而分化成植株;叶片只能形成深绿色成团刺状物。因此, 利用愈伤组织对富贵竹进行快速繁殖, 选择合适的外植体是非常重要的。

3.3 植物激素对茎段愈伤组织形成的影响

研究结果表明:在愈伤组织诱导过程中, 在没有激素或单独使用2, 4-D的培养基愈伤组织诱导率极低;而在使用了2, 4-D的培养基上附加一定浓度的细胞分裂素6-BA, 则能出现较低的出愈率。6-BA和NAA二者配合使用不但可诱导茎段形成愈伤组织, 还可以使产生的愈伤组织分化出小苗。这说明植物激素按一定比例进行组合是诱导愈伤组织形成的关键因子。

摘要：以富贵竹茎段为外植体诱导腋芽, 再以腋芽诱导愈伤组织, 最后进行分化及植株再生, 筛选出各阶段的最适培养基, 即腋芽萌生为MS+6-BA 5.0mg/L+NAA 0.1mg/L, 愈伤组织诱导和植株再生均为MS+6-BA 3.0mg/L+NAA 0.3mg/L。

关键词：富贵竹,组织培养,愈伤组织,植株再生,培养基

参考文献

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[10]徐礼根, 马国昌, 徐程.富贵竹提取液的生根作用初探 (简报) [J].植物生理学通讯, 2001 (1) :19-21.

组织再生篇11

1 材料与方法

1.1 试验材料

试验材料为花魔芋新品系M26球茎。

1.2 愈伤组织诱导和增殖培养

球茎用自来水冲洗干净后晾干, 在无菌操作台内去皮, 切成较大的组织块, 放在75%酒精中浸泡1 min, 转入0.1%Hg Cl2中进行表面消毒12 min, 用无菌水冲洗3次, 切成1.0cm×1.0 cm×0.5 cm的小块 (每块约重0.5 g) , 接种在8种不同的诱导培养基上 (表1, MS基本培养基附加不同的激素组合, p H值6.0, 蔗糖浓度30 g/L, 琼脂7.8 g/L, 每瓶培养基容量为30 m L) 。每处理接种12瓶, 每瓶5个外植体, 3次重复。外植体接种后在25℃室温的电热培养箱中暗培养30 d后, 不切割转接到相同的新鲜培养基上继代增殖。培养20 d时调查愈伤诱导率, 60 d时调查芽分化率和愈伤块重。

1.3 芽点分化培养

将上述不同培养基上诱导形成的愈伤组织切割成0.5 cm见方的小块, 转入MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.5 mg/L的统一分化培养基中, 进行愈伤组织继代和芽点分化培养。培养温度 (25±2) ℃, 光照时间12 h, 光照强度1 500~2 000 lx, 培养30 d时调查不定芽诱导率、无效愈伤百分率 (愈伤组织在继代培养过程中褐变死亡或呈水渍状萎缩不生长的愈伤, 该文通称为无效愈伤) 。

1.4 再生植株的培养及生根

将继代分化培养中形成的不定芽带一定愈伤组织切割转入壮苗生根培养基1/2 MS+IBA 0.05 mg/L上培养, 培养温度 (25±2) ℃, 光照时间12 h, 光照强度1 500~2 000 lx。未形成不定芽的愈伤组织切割后在新鲜分化培养基上继续分化培养。

2 结果与分析

2.1 愈伤组织诱导和生长

从表1可以看出, 8种不同配方均能诱导愈伤形成, 多数外植体接种1周后开始增厚, 20 d在切口表面形成一层很薄的白色愈伤组织, 并不断增殖, 逐渐膨大呈瘤状, 颜色也不断加深, 一般位于外植体上部的愈伤为淡黄色或粉红色, 靠近培养基底部的愈伤为棕红色。不同配方的愈伤诱导率不同。8种培养基中, MS8、MS5、MS4、MS3诱导率均高达95%以上, 显著高于其他4种配方;其次是MS6和MS7, 分别为84.0%和81.4%;MS1和MS2较低, 分别为67.5%和72.8%。

愈伤组织在原诱导培养基上均可以生长增殖, 但不同培养基上愈伤组织生长速度并不一致。培养60 d后, 外植体的重量由初次接种的0.5 g增加到1.2~2.0 g, 重量增加了1~3倍。MS5、MS6、MS7等培养基增殖较快, 显著优于其他培养基, 其中增殖最快的是MS5, 可能是加入了2, 4-D的缘故。

在6-BA浓度为1.5 mg/L的培养基中, 球茎愈伤诱导率普遍较高, 增殖较快, 说明采用该浓度有利于魔芋球茎愈伤组织的诱导和增殖, 这一结果与陈永波等[3]的研究结果一致。

2.2 不同诱导培养基形成的愈伤组织分化能力比较

将诱导培养基上得到的愈伤组织转入到统一的分化培养基上进行分化培养, 部分愈伤组织继续增殖, 并继续分化形成不定芽或根;部分愈伤组织只增殖, 未见芽点分化出现;还有部分愈伤组织褐化坏死或停止生长。从表2可以看出, MS2、MS3、MS7、MS8等配方芽分化早, 接种60 d后即有少量芽点出现;MS6则过早出现根器官, 说明培养基中的NAA浓度过高;MS4、MS5、MS6等6-BA浓度为1.5 mg/L的培养基上形成的愈伤在分化培养中长势旺盛, 褐变轻, 但分化速度较慢, 分化率偏低;MS7、MS8等6-BA浓度为2.0 mg/L的培养基, 其愈伤组织增殖相对较慢, 但分化快, 分化率高, 同时培养基褐变较重, 可添加PVP控制褐变。

注:表中数据所附字母表示邓肯氏新复极差法检验P=0.01显著水平。

总之, 该试验球茎愈伤组织诱导培养基设置是在前人研究基础上进行的, 各配方均能较好地诱导愈伤形成, 但采用不同配方愈伤生长速度不同, 器官形成和分化能力也各异。总体来说, 在适当浓度的生长素配合作用下, 6-BA的浓度为1.5 mg/L时, 有利于愈伤的诱导和增殖;6-BA的浓度为2.0 mg/L时, 所形成的愈伤组织芽分化能力最强。笔者认为, 在该实验室条件下, MS3、MS4、MS5是球茎愈伤组织最佳诱导培养基, 既能保证一定的愈伤增殖率, 又可加快出苗速度。在实际应用中, 可灵活选用激素浓度和配比, 如侧重扩繁, 可选用MS5作球茎愈伤组织诱导培养基;侧重快繁时, 可选用MS7培养基。

(%)

注:*处理根分化率90%。

3 结论与讨论

3.1 激素种类和浓度对愈伤组织诱导、生长和分化的影响

植物的生长发育是由生长素和细胞分裂素的相互作用控制的。在植物组织培养过程中, 生长素主要作用是诱导刺激细胞分裂和根的分化, 而细胞分裂素的主要作用是刺激细胞分裂, 诱导芽的分化, 抑制根的生长, 它们的用量取决于植物组织的内源激素水平。孙远朋的研究结果表明, 球茎中细胞分裂素变化比顶芽小, 但含量较低[4], 因此需要在培养基中添加补充。该试验研究表明, 在适量的生长素配合作用下, 6-BA浓度为1.5 mg/L, 有利于球茎愈伤组织诱导、增殖, 浓度增加为2.0 mg/L时, 则有利于芽的分化。

黄丹枫等[5]研究结果表明, 魔芋球茎中IAA含量很低, 细胞脱分化、愈伤组织形成所需IAA主要来源于培养基, 在不含生长素的培养基中, 愈伤组织的形成和生长虽可依靠自身的IAA合成代谢, 但生长量和分化潜力显著受阻。该试验也证实了这一点, 在培养基中添加一定量的NAA、IAA、IBA、2, 4-D等生长素, 与适量的细胞分裂素配合使用, 均能诱导球茎愈伤形成和增殖, 但不同的生长素作用效果不一样。IAA见光易分解, 用量应稍高, 在1.0~1.5 mg/L比较适宜。2, 4-D是诱导愈伤组织最有效的物质, 在扩繁增殖中使用低浓度的2, 4-D, 能促进愈伤迅速增殖;但2, 4-D同时也是一种有效的器官发生抑制剂, 而且它的后效持久[6], 使用浓度必须低, 在要求快繁时最好不用。NAA性质较稳定, 价格实惠, 是最便宜和有效的生长素, 其适用浓度在0.1~1.0 mg/L (超过1.0 mg/L则会使根过早分化, 不利于出苗) , 在此范围内, 使用浓度较高, 愈伤长势旺盛, 增殖率高, 但分化出苗较慢;使用浓度较低, 则愈伤增殖较慢, 但芽分化相对较快。

3.2 激素配比对球茎愈伤组织诱导、生长和分化的影响

Skoog和Miller认为, 植物再生过程中器官形成是由于生长素和细胞分裂素相互之间的比例所决定的, 而不是由这些物质的绝对浓度决定。一般认为, 细胞分裂素/生长素比例较高时, 可能分化出芽;比例较低时, 则可能分化出根[7]。在魔芋球茎愈伤组织诱导增殖过程中, 6-BA/NAA=1.5/0.15, 接种60 d后即有芽点分化出现;6-BA/NAA=1.5/1.5时, 出现根分化;BA/NAA=1.5/0.5时, 未见器官分化出现。为了保证先出芽再生根, 笔者认为在魔芋球茎愈伤组织诱导和植株再生过程中, 6-BA适宜浓度为1.5~2.0 mg/L, NAA的浓度为0.1~0.5 mg/L为佳。在此范围内诱导阶段两者比值宜小, 可提高愈伤增殖率;分化阶段宜大, 有利于快速出苗。

3.3 根的分化与生长

魔芋不定芽分化形成后, 对激素的种类和要求不敏感, 因此有的研究者提出“一步成苗法”, 即不按常规方法另外配制生根培养基, 而是按20~30 d继代1次的频率, 将不定芽带一定愈伤组织分割后仍在原来的继代分化培养基上培养, 愈伤组织增殖、再分化、不定芽壮苗生根同时进行[8]。笔者认为在实际生产中, 还是采用生根培养基进行壮苗生根培养更能节省成本, 便于批量化生产。

参考文献

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