调节因子（共7篇）
调节因子 篇1
DNA重组技术及将外源基因引入动物幼体的显微注射和胚胎移植技术的发展为异质蛋白在转基因动物任何组织表达提供了基本的必要工具。然而,成功地应用这项技术需要事先知道对于乳腺特意表达及目的基因适当的激素调节和发育调节所必须的重要调节元件的位置等相关知识。这一技术应用于乳腺研究,已获得小鼠乳腺癌模型,该模型用于研究致癌基因和抑癌基因在适宜的发育条件下的功能。此外,这一途径还可操纵转基因家畜的乳汁成分,并利用乳腺作为生物反应器大量生产重要的药用蛋白[1],但要实现乳腺作为生物反应器的商业潜能,还需研究更有效的使得外源基因转入转基因家畜生殖细胞的转基因技术。
Jeffrey M Rosen等致力于激素调节正常乳腺分化功能表达机制的研究,30多年前就开始研究2个鼠乳蛋白基因,分别编码β-酪蛋白和乳清酸蛋白,这2种蛋白被作为乳腺上皮细胞终端分化的分子标志。这些基因的表达在乳腺发育过程中受催乳素和细胞底物相互作用的调节[2],而雌激素、成骨蛋白-4(BMP-4)和TGF-β对产生催乳素的细胞的激素分泌、基因转录和细胞生长都具有重要的调节作用[3]。转基因小鼠和转染乳腺上皮细胞的研究已经得到一些认定,即重要的调节元件对于乳腺特异的表达是必需的,而且这些研究还提供了泌乳刺激素和糖皮质激素调节乳蛋白基因表达活性机制的认知。然而并非所有重要的调节序列都位于乳蛋白基因的侧翼区域,有些位于基因内或非编码区[4,5]。一般的转基因构件特征包括内含子和外显子的位置与大小对于利用乳蛋白基因调控序列设计外源基因构件也是十分重要的因素。这些原理的应用使得许多重要的药用蛋白在转基因小鼠乳汁中成功地大量表达。
1 转基因构件的一般特征
如图1所示,一个长约80 bp对于激素调节非常重要的区域已经通过HC11乳腺细胞系转染的研究及DNA步移试验得以确认。这一复合元件位于鼠β-酪蛋白启动子区域内,启动子可引起转基因小鼠的组织特异性和发育调节[6,7,8]。
β-酪蛋白基因表达的几个复合应答元件
乳清酸蛋白启动子中包括核因子(NF)-I、糖皮质激素受体(GR)和信号转导子与激活子(Stat5)的绑定位点。酪蛋白启动子中包含Stat5、Yin Yang 1(YY1)、GR和CCAAT增强子绑定蛋白(C/EBP)的绑定位点。
转录因子STAT5的绑定位点位于转录起始位点上游90 bp左右,它已显示出对于泌乳刺激素调节鼠β-酪蛋白基因表达的重要性。紧挨STAT5位点5’端的是多功能锌指转录因子绑定位点yin yang-l(YY1),在β-酪蛋白启动子中起到抑制子的作用。YY1位点的突变显示STAT5的绑定变得更加容易。
在YY1绑定位点5’更远处是一个可与STAT5微弱互作的绑定位点,同时该位点也被一致认为是CCAAT增强子绑定蛋白(C/EBP)的绑定位点。C/EBPs是热稳定转录因子家族的一员,这些热稳定转录因子含有一个亮氨酸拉链和一个侧翼(可绑定DNA的基本结构域)。重组C/EBPβ可以绑定于这一位点,尽管或多或少比严格时相基因之一的C/EBP绑定位点弱了些,然而在泌乳期β-酪蛋白基因启动子内该位点的相互作用似乎与C/EBPα关系密切。另外,C/EBPα主要在终端分化后的哺乳期表达,C/EBP家族在乳腺上皮细胞中维持细胞增殖与终端分化方面可能扮演着中枢的角色,C/EBP家族不同成员和翻译调节亚型的相对数量在乳腺发育过程中发生了重大的变化。此外,在HC11细胞中,糖皮质激素和细胞外基质可能对于调节不同的C/EBPs及其亚型起主要作用。类固醇激素依赖于C/EBPβ亚型数量的改变,可能是由于加入糖皮质激素后1-酪蛋白基因表达时对于蛋白质合成的依赖而延迟应答。C/EBPs被认为在调解组织(如肝脏和脂肪细胞)分化中扮演主要角色,而最近对于乳腺干细胞的研究表明,C/EBPβ不但与乳腺组织的发育更与乳腺癌的发生密切相关[9]。在正常乳腺发育过程中,LIP(肝中富含的抑制蛋白,C/EBPβ的一种显性失活的同型体)的表达受激素调节并伴随孕期的细胞增殖。LIP可与C/EBP家族成员形成二聚体并抑制其转录活性,在不同病因的小鼠、大鼠和人乳腺癌中均检测到LIP水平的升高,因此提供给我们一个打破乳腺细胞终端分化、促进其持续增殖的机制。
紧邻C/EBP绑定位点5’方位的是糖皮质激素应答元件(GRE)半位点,该位点可与糖皮质激素受体(GR)微弱相互作用。Jeffrey M Rosen等的假设是加入糖皮质激素导致某种C/EBP1亚型相对数量的改变,以致C/EBPα可随后与GR作用,该作用可以是蛋白质-蛋白质直接相互作用也可以是1-酪蛋白启动子处于其最适度以下的绑定位点以蛋白质-DNA相互作用。GR-C/EBP相互作用可能随后促进YY1的解离,从而使得催乳素激活STAT5绑定。这一模型既有赖于对糖皮质激素应答的延迟又需要糖皮质激素和催乳素对于β-酪蛋白诱导的协同合作。
除激素外,乳腺上皮细胞与细胞外基质的相互作用也对乳蛋白基因表达的调节起到重要作用。在牛β-酪蛋白基因转录起始位点5’上游-1 562～-1 613 bp区域(指定为bce 1)显示可支持激素和细胞底物对报告基因的调节。β-酪蛋白基因的最近区域并未充分显示出对应答反应的促进作用,并含有一些重要的基本变化,这些变化可能会破坏转录因子与DNA间的重要互作(图1)。兔αs1-酪蛋白基因同样含有最近区域和末梢区域,这些(末梢)区域对于适当的激素调节是必需的,并且上游-3 300～-3 410 bp的调节区域含有一个C/EBP和STAT5绑定位点簇[10]。
已证实大鼠肝实质细胞中C/EBPα的浓度是由细胞和胞外基质的互作调节的,因此对于通过激素及细胞底物互作来适当调节酪蛋白基因表达也是很重要的。此外,胞外基质中N-三甲基赖氨酸与βl-整联蛋白的联合显示提高了乳腺上皮细胞中的酪氨酸磷酸化,这里提供了一个潜在的机制,通过该机制细胞底物可与泌乳刺激素信号转导通路相互作用。
2 转基因技术与表达效率
通过显微注射导入动物幼体内的转基因构件在转基因的表达水平上扮演了重要的角色。以显微注射法导入受精卵原核的DNA通常以首尾连接体形式随机插入基因组,由于真核基因组被强迫组织成拓扑性结构,随机整合便产生了位点效应,于是转基因的表达就会受到周围染色体序列的影响。因此,很多时候取决于整合位点的转基因表达水平会相差几个数量级,而转基因阳性鼠中可检测到的表达率小于50%。因此,转基因技术的改进对于外源基因的表达效率具有重要的影响。最近许多学者尝试胚胎肝细胞移植及体细胞核移植技术生产转基因动物[11],为乳腺生物反应器的进一步发展拓展了前景。
3 结语与展望
乳蛋白基因中调节元件的定义已取得重大进展,这些乳蛋白对于外源蛋白在转基因家畜乳汁中的表达具有重要意义。控制乳蛋白基因表达的分子机制也正在进一步研究中。然而,确保转基因有效表达而不依赖于染色体整合位点的必要元件的确定还必需进一步的研究。最后,实现乳腺作为生物反应器的商业潜能,这些研究还需结合转基因技术的不断改进。
参考文献
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调节因子 篇2
1 人体免疫功能
人体的免疫系统由免疫器官和组织、免疫细胞与免疫分子所组成。人的机体经常与环境中的异己成分——抗原性物质接触, 从抗原刺激作用开始, 到机体淋巴细胞识别抗原, 发生一系列变化, 最终表现出一定的效应, 这一过程称为免疫应答。免疫应答包括非特异性和特异性识别, 以及排除和记忆异己成分, 以维持自身稳定的全过程。多种细胞 (免疫细胞) 、组织和器官 (如胸腺、骨髓、淋巴结、脾、扁桃体) 以及分布在全身组织中的淋巴细胞和浆细胞及其产生的免疫细胞因子参与免疫反应。免疫细胞因子包括干扰素 (INF) 、白细胞介素 (IL) 、集落刺激因子 (CSF) 等, 在介导机体多种免疫反应 (如肿瘤免疫、感染免疫、移植免疫、自身免疫) 中发挥重要作用, 彼此间还在诱生、受体调节及生物效应等方面相互作用, 形成复杂的细胞因子网络[2,3]。
正常的免疫系统对自身、食品、环境物质和共生微生物产生耐受, 对这类抗原刺激表现为免疫不应答, 这样才能避免发生自身免疫病, 免疫系统才能得以集中力量执行抗感染和抗肿瘤的防卫功能。但部分人体对某些食品中的抗原初次应答后, 再次受相同抗原刺激时, 会发生以机体生理功能紊乱或组织细胞损伤为主的特异性免疫应答, 即食物过敏。这是人体对某些食物产生的一种不良反应, 又叫变态反应、过敏反应或超敏反应。正常人群对从呼吸道吸入和通过胃肠道摄入的过敏原产生免疫耐受。而对于过敏体质人群, 通过这些途径进入的过敏原使机体处于致敏阶段。在激发阶段, 相同的抗原再次进入机体时, 通过与致敏肥大细胞或嗜碱性粒细胞表面IgE抗体特异性结合释放出组胺5-羟色胺、前列腺素等大量生物活性介质, 作用于效应组织和器官, 引起局部或全身过敏反应。此外, 体内一些化学组胺释放剂以及含有组胺的食物都会直接作用于肥大细胞引起过敏反应[4]。
2 免疫调节机制
免疫系统的基本功能是识别自身和非已抗原, 对自身耐受, 对非己清除, 以维持内环境的稳定, 表现为免疫防御、免疫自稳和免疫监视三大功能。由细菌感染、外伤或紫外线照射等刺激引起的自身免疫反应即是常说的炎症。这些刺激或损伤会激活抗炎细胞质, 上调NADPH氧化酶、磷脂酶A2、髓过氧化物酶、5-脂肪氧化酶 (5-LOX) 、一氧化氮合酶 (iNOS) 等的基因, 增加炎症细胞因子表达, 刺激炎症细胞 (包括在外伤恢复期引发的细胞质、抗炎因子、淋巴细胞、单细胞、噬菌细胞) 增多, 增加氧的消耗, 并产生许多氧自由基, 引发一系列的链式反应, 最终导致退行性病变。急性炎症是为了迅速修复而进行的自救防御机制。而持久的慢性炎症会导致免疫病变, 在某些退行性疾病 (如关节炎、动脉硬化、心脏病, 老年痴呆, 哮喘、糖尿病) 的发作中起关键作用。同时这些慢性炎症损伤进一步激发了其他抗炎细胞质和化学因子的改变和调整, 增加了体内细胞黏附分子 (CAMs) 和免疫球蛋白。另一方面, 免疫系统中的噬菌细胞对细菌和外来粒子的吞噬作用与氧气含量的增加有关, 产生较高数量活性氧碎片, 过氧阴离子、羟基自由基、单线态氧、过氧化氢, 环化氧化酶、5-磷脂氧化酶和一氧化氮合酶的表达增加。同时检测到其他活性氧激活酶 (如NADPH氧化酶、黄嘌呤氧化酶) 随转录因子与NFκB受到活化。转录因子NFκB的活化作用在控制诱导酶、致炎细胞质、细胞黏附分子、以及其他引发和加速炎症进程的物质中发挥着重要的作用。因此, 能够抑制这些靶分子的食品功能因子都具有抑制和减缓炎症进程的潜在作用[5]。
3 调节免疫的功能因子
3.1 氨基酸
氨基酸是构成免疫球蛋白和免疫分子基本单元, 在增强免疫应答和人体抗病毒感染过程中起着重要作用。缺乏必需氨基酸则减低体液的免疫反应。例如色氨酸缺乏的大鼠, 其IgG及IgM受体抑制, 而当重新加入色氨酸能维持正常的抗体生成;苯丙氨酸和酪氨酸均缺乏则抑制大鼠的免疫细胞对肿瘤细胞作出反应;蛋氨酸与胱氨酸的缺乏, 可引起抗体的合成障碍。人类与猪的免疫系统作用比较相近, 10～25 kg的猪给予可消化的苏氨酸每日5.9～6.6 g, 血清中IgG浓度显著增加, 在调节免疫系统中的作用显著。因此, 必需氨基酸在免疫中起着重要的作用[6]。
除了必需氨基酸, 精氨酸、谷氨酸和含硫氨基酸 (如胱氨酸) 对人类增强免疫力也是必需的。精氨酸含有多个氮元素组成的胍基, 在一氧化氮合酶 (NOS) 的作用下生成内皮细胞松弛因子NO (EDRF) 。一氧化氮除了具有舒张血管的作用外, 还具有神经信号传递、抗缺氧、抗感染、抗癌变、抗血小板聚集和粘附等功能。L-精氨酸临床用于促进患者的创伤愈合、增强抗感染能力, 不仅可以作为氮源提供者, 还可以改善机体免疫功能, 为淋巴细胞增殖、分化及合成细胞因子所必需, 在维护肠粘膜完整性方面发挥着重要作用。对于脓血症, L-精氨酸是必需氨基酸。非肠道营养补充L-精氨酸的老鼠显示增加合成急性阶段蛋白质的能力, 战胜脓毒病。因此, 精氨酸是在病理状态下需要补充的重要免疫营养素。
谷氨酸在新陈代谢增强时是条件必需氨基酸。在急性烧伤中观察到血浆和肌肉谷酰胺消耗怠尽, 体重损失和感染加重。向患者补充谷酰胺显示有助于恢复损伤, 并且减少死亡率[7]。
3.2 ω-3多不饱和脂肪酸 (ω-3 PUFA)
多不饱和脂肪酸除了具有营养作用外, 还有调节免疫和抗炎症功能, 其中ω-3 PUFA是研究较多的功能因子。ω-3 PUFA主要是二十碳五烯酸 (EPA) 、二十二碳六烯酸 (DHA) 、亚麻酸 (α-LNA) , 可插入到细胞膜脂质双分子层中, 影响细胞膜结构的稳定性和流动性, 以及细胞膜上受体的空间构象、受体与配体的结合, 进而进一步影响细胞功能。ω-3 PUFA是营养免疫因子的重要组成部分, 具有免疫调控作用, 可抑制T细胞、B细胞等免疫活性细胞的活化、增殖, 抑制细胞因子的产生, 调节免疫应答[8]。
3.3 多糖
非特异性免疫是机体在长期的进化过程中逐步形成的防御功能, 在个体出生时就具备, 可对外来病原体迅速应答, 产生非特异性免疫作用, 如正常组织 (皮肤、黏膜) 的屏障作用、正常体液的杀菌作用、单核巨噬细胞和粒细胞的吞噬作用、自然杀伤细胞的杀伤作用以及炎性因子诱发的细胞因子等成分的天然免疫。多糖主要通过增强机体的非特异性免疫功能以抵御细菌、病毒等病原微生物的侵袭, 通过激活巨噬细胞、T和B淋巴细胞, 诱导多种细胞因子和细胞因子受体基因的表达来完成。多糖也是生物反应调节剂的重要组成部分, 能激活免疫细胞, 诱导多种细胞因子和细胞因子受体基因的表达, 增强机体抗肿瘤免疫功能, 从而间接抑制或杀死肿瘤细胞。多糖在医学临床上作为免疫调节药物用于抗肿瘤、升高白细胞、抗辐射及抗化疗损伤, 收到一定的效果[9,10]。
3.4 维生素
3.4.1抗坏血酸 (VC)
VC是一种水溶性抗氧化剂和抗炎因子, 是组织水相液体中一种重要的自由基清除剂, 可清除羟自由基、超氧化物阴离子和单线态氧, 并通过逐级供给电子而转变成半脱氢-L-抗坏血酸和脱氢抗坏血酸。豚鼠饲料中缺乏抗坏血酸时, 总体抗氧化性能降低, 可造成其肝脏中维生素E含量下降。维生素C是增进健康、提高抗病能力、加速创口愈合、软化血管、预防和治疗坏血病的营养素。同时, VC也是维持骨和关节健康的重要营养因子。营养不平衡和内分泌异常会造成骨关节炎 (OA) 和分离性骨软骨炎 (OCD) 。骨关节炎病人膳食方案和膳食补充剂是重要的辅助治疗手段[11]。
3.4.2 生育酚 (VE)
VE是人体典型和重要的抗氧化剂。VE可以保护细胞膜的不饱和脂肪酸和脂蛋白, 抑制平滑肌细胞增殖和蛋白激酶C的活性。生育三烯酚已被证明具有抗癌活性, 抑制肝脏氧化的能力。VE可以减小氧化压力, 并通过减少致炎白细胞的表达, 减少内壁附着单核细胞, 降低血浆蛋白水平, 起到抗炎作用。VE通过阻止活性氧碎片增加其抗炎作用, 因为活性氧参与NF-B的激活, 直接限制DNA的亲和力。另外, VE可以通过减小白细胞在分化、成熟、活化过程中出现或消失的表面标记分子 (CD11b/CD18) 的上调, 以及增加红细胞超氧化岐化酶、氢化酶和谷胱甘肽过氧化物酶的活性来阻止炎症。
3.5 其他天然抗氧化因子
一些天然生物活性物质 (如植物酚、类胡萝卜素) 具有抗氧化特性, 也表现出抗炎活性, 在预防疾病和增强体质, 特别是预防慢性炎症方面具有重要作用。
3.5.1 类胡萝卜素
天然胡萝素能增强生物体的特异性及非特异性免疫功能。具有非特异性免疫功能的嗜中性粒细胞是血液中一种重要的白细胞, 是细胞防卫系统的第一道防线。在免疫过程中, 嗜中性粒细胞以自由基和活性氢分子作为杀伤入侵病原的武器。但在某些情况下, 自由基的产生过量, 从而引起白细胞及邻近细胞和组织的损伤。嗜中性粒细胞功能的丧失会引起多种非病原微生物的慢性感染。糖尿病和免疫缺陷病患者常有假丝酵母的慢性感染。当把人体嗜中性粒细胞在含天然胡萝卜素和假丝酵母的条件下温育时, 假丝酵母被有效杀死, 而嗜中性粒细胞不被自由基损伤或破坏。如果在温育条件中缺少天然胡萝卜素, 则嗜中性粒细胞被自身氧化产生的产物损伤。作为类胡萝卜素的一种, 番茄红素表现出很高的抗氧化能力和抗炎活性。血清和组织水平的研究表明番茄红素与前列腺癌、急性病患者、肝炎患者、一般肿瘤等负相关。番茄红素可以削弱IL-1的激活和脂质过氧化反应。摄入番茄红素可以减少冠心病患者的血管内壁活动, 减轻血管炎症。
3.5.2 多酚物质
多酚类化合物是一类非常重要的植物次级代谢产物, 种类多、分布广、含量丰富, 它们不仅影响着果蔬食品的品质, 而且还具有促进人体健康的生理功能。酚类物质都有芳香族特有的共轭大π键, 具有抗氧化和清除自由基的活性, 从而保护组织免受氧化作用的损害。如白藜芦醇是植物受到真菌感染后产生的一种多酚植物抗毒素, 通过抑制诱导前列腺素 (PGs) 炎症过程, 起到抗炎效果, 也能够抑制细胞因子TNF-α和IL-1β[12]。
黄酮和类黄酮也具有酚羟基, 属于酚类物质。类黄酮是果蔬中主要抗氧化物质之一。染料木黄酮是异黄酮中一种, 具有很高的抗氧化和抗炎活性, 在细胞水平上能够有效抑制脂多糖 (LPS) 诱导的炎症细胞因子TNF-α、IL-1β和IL-6。染料木黄酮也可以降低转录因子NF-κB的活性。黄酮的体外实验表明能够清除自由基、调节酶的活性、在细胞循环控制和凋亡中影响mRNA水平, 也有与DNA拓扑学有关酶相互作用的研究报道。DNA拓扑异构酶II是连接和断裂DNA双螺旋链的酶, 是细胞实现其功能的关键酶。一些黄酮通过稳定DNA断裂产物抑制该酶的活性, 促进细胞凋亡, 具有潜在的抗过敏、抗溃疡和消炎效用[13]。
4 展望
免疫调节功能因子的分子机制与非固醇类及固醇类药物有着相同的分子靶向作用。非固醇类抗炎药物和保健食品都能够抑制炎症过程。由组织受到感染、外伤以及自身免疫伤害触发的自身免疫反应都可以通过摄入天然免疫调节功能因子, 达到抗过敏、抗溃疡和消炎效用。我国天然生物资源丰富, 药食同源的传统中医药理念基础深厚, 在结合现代免疫科学的基础上, 深入研究开发, 免疫调节功能食品将会在保健食品领域进一步深入发展。
摘要：经过自然进化, 人类免疫系统与各种天然食品资源相适应。利用天然资源中的功能因子调节人体免疫系统成为一项重要的研究内容。调节免疫功能是我国保健食品可以申报的27项功能之一, 在伤病员康复、预防炎症和慢性疾病、增强体质等方面具有重要作用。本文综述了氨基酸、维生素、ω-3多不饱和脂肪酸、黄酮和异黄酮类、多酚类、类胡萝卜素等免疫调节功能因子及其调节机理的研究进展。
调节因子 篇3
关键词：脂肪细胞因子,能量代谢,胰岛素抵抗,作用机制
脂肪组织主要是由脂肪细胞组成的网状结缔组织, 这种结缔组织还包括前体脂肪细胞、成纤维细胞、免疫细胞以及其它种类的细胞。传统的观点认为脂肪组织仅仅是机体的能量储存库。但是近年来随着肥胖问题及代谢失调导致的疾病与日俱增, 脂肪组织成了广大科研人员关注的焦点, 并且取得一系列的成果。目前认为, 脂肪组织不仅仅可以调节脂肪含量和营养平衡, 而且还是一个比较活跃的内分泌器官。能释放出大量的生物活性物质 (脂肪细胞因子) , 它们在维持能量代谢及心血管的内环境稳定、葡萄糖及脂质代谢、免疫应答等方面发挥重要作用, 并且与肥胖、糖尿病及其并发症有着紧密地联系。
1 脂肪细胞因子及其在能量代谢中的调控作用
目前已发现脂肪细胞因子约有40多种。目前研究较多的有瘦素、脂联素、纤溶酶原激活物抑制物、白细胞介素-6、胰岛素样生长因子以及最近研究发现的抵抗素及血管紧张素受体样蛋白J受体的内源性配体等。本文主要对参与机体能量代谢的脂肪细胞因子瘦素、脂联素及抵抗素加以综述及归纳。
1.1 瘦素 (Leptin) 及其在能量代谢中的调控作用
1.1.1 瘦素及其受体
自1994年发现瘦素以来, 就把它作为一个最重要的调节食物摄取和能量平衡的因子而成为研究的热点。瘦素又称肥胖蛋白, 是由肥胖基因 (obese gene, OB) 编码、白色脂肪组织分泌的一种多肽激素, 含有167个氨基酸, 分子量为16KD。瘦素主要由机体脂肪细胞分泌, 并通过血液循环被运送到机体其它部位与受体 (OB-R) 相结合发挥作用。血液中瘦素的水平反应机体脂肪含量。
瘦素受体 (obese gene receptor, OB-R) 是一种跨膜受体, 属于细胞激肽类Ⅰ型受体, 由胞外的配体结合区、跨膜区及胞内区三部分组成。OB-R有多种亚型, 其中只有OB-RB属于长受体, 通过Jak-Stat信号转导途径发挥信号转导功能[1]。OB-RB介导细胞内的瘦素信号, 在下丘脑和脑干的神经元含量丰富, 控制着进食、代谢和神经内分泌功能。
1.1.2 瘦素与能量代谢
目前多数观点认为, 瘦素的主要作用是通过摄食中枢和能量平衡, 降低食欲, 增加能量消耗, 降低体重和脂肪含量。
瘦素主要是作用于中枢, 通过下丘脑弓状核NPY神经元分泌神经肽Y (NPY) 发挥作用的, 给瘦素补充会产生NPY合成受到抑制, 从而降低食欲, 减少能量摄取, 降低脂肪积累[2]。人体脑脊液中瘦素浓度与血浆瘦素水平有关, 而血浆瘦素水平又与体重指数相关。给瘦素不足的小鼠中枢补充重组型瘦素可以降低小鼠对食物的摄取量及肥胖程度, 外周补充也同样有效, 但是所需剂量较大一些, 说明瘦素通过抑制食欲, 减少能量摄取从而降低体重和脂肪含量。给予脑室注射瘦素会改善胰岛素抵抗状况, 提示, 瘦素可以通过下丘脑调节系统发挥作用, 这种机制可能是激活了肾上腺素能系统[1]。瘦素也可以与胰岛β细胞上的瘦素受体相结合, 抑制胰岛素mRNA启动因子, 降低其表达, 从而抑制葡萄糖刺激的胰岛素分泌, 降低胰岛素水平[3]。尽管绝大多数证据表明中枢神经系统是瘦素作用的主要场所, 抑制脂肪组织中的瘦素受体表达也会导致与瘦素缺乏时相同的许多症状。瘦素还可以直接作用于外周组织如骨骼肌及肝脏而提高胰岛素敏感性[2]。
也有研究认为, 瘦素通过增加耗氧量, 使机体体温升高、活动力增强, 从而增加机体能耗量。给予ob小鼠重组型瘦素后, 其活动和耗氧量增加, 体温升高。提示, 瘦素可以提高代谢率, 增加能量消耗[4]。
虽然与瘦素缺乏症者相比, 瘦素补充能对能量消耗和摄食产生重要影响, 但是对于正常或肥胖高脂血症的小鼠及人来说, 补充瘦素对其症状无明显影响。是否说明了瘦素的主要功能可能是对机体的饥饿状态起监控作用, 而不是抑制脂肪的生成还有待于进一步研究。
1.2 脂联素 (APN) 及其在能量代谢中的作用
1.2.1 脂联素概述
脂联素是脂肪细胞分泌的一种内源性生物活性多肽或蛋白质。最初, 脂联素是在人体皮下脂肪组织、血浆和鼠科动物的脂肪细胞中发现的。人体内的脂联素由244个氨基酸组成, 分子量为30KD。由氨基末端的分泌信号序列 (aa 1-18) 、一段特异序列 (aa19-41) 、一组由22个氨基酸组成的胶原重复序列 (aa 42-107) 及一段球状序列 (aa108-244) 组成。其中球状区是脂联素生物活性的关键部位, 和肿瘤坏死因子TNF-α的结构相似, 脂联素与胶原Ⅷ、X和补体C1q高度同源[5]。脂联素的单聚体和三聚体是其生物活性形式或受体亲和配体, 可以特异性结合骨骼肌或肝脏细胞膜上的G蛋白藕联受体、Ⅰ型或Ⅱ型脂联素受体, 进而调节脂肪酸氧化和糖代谢[6]。
1.2.2 脂联素在能量代谢中的作用
脂联素是一种胰岛素增敏激素, 能够增加胰岛素敏感性, 从而促进葡萄糖的摄取, 改善小鼠的胰岛素抗性和动脉粥样硬化症。APN还可以直接或间接促进脂肪酸的氧化代谢, 并抑制肝脏葡萄糖的异生, 因而起到降低血糖的作用。对人体的研究发现, APN 水平能预示Ⅱ型糖尿病和冠心病的发展, 并在临床试验表现出抗糖尿病、抗动脉粥样和炎症的潜力。
研究表明, APN可以通过提高过氧化物酶体生物激活受体 (PPARα) 靶基因 (CD36、乙酰辅酶A氧化酶及解耦联蛋白2) 的表达, 从而激发PPARα的活性[7]。APN刺激骨骼肌及肝脏细胞的磷酸化并激活AMPK的活性, 同时激活肌细胞ACC磷酸化反应、增强脂肪酸的β-氧化、刺激骨骼肌细胞对葡萄糖的摄取以及乳酸的生成并抑制肝糖原的生成达到降低血糖的目的。而通过显性基因突变体抑制AMPK的活性则会导致前面所述反应受到抑制。结果提示, APN可以通过调节AMPK的活性从而调节葡萄糖的利用及脂肪酸的氧化, 进而在能量平衡的调节过程中起到重要作用[8]。在APN转基因大鼠体内, 降低葡萄糖异生作用的酶类如烯醇式磷酸丙酮激酶以及6-磷酸葡萄糖激酶, 与大鼠肝脏内AMPK磷酸化程度升高是关联的[9]。同时研究认为, 血清中有两种形式的APN, 即低分子量的三聚体和二聚体以及高分子量的复合物。其中高分子量复合物含量呈现出胰岛素的负向调节。与此研究相一致的是, 最新是一项研究表明, 是高分子量的复合物, 而不是APN总量与TZD介导的胰岛素敏感性提高相关[10]。
APN是至今为止发现的唯一一种当脂肪组织容积变大时, 其血浆浓度反而下降的脂肪细胞因子。血清APN水平与BMI、血清胰岛素水平、胰岛素抵抗、甘油三脂、低密度脂蛋白成负相关, 而与高密度脂蛋白成正相关[11]。提示, APN水平降低可能导致高胰岛素血症和高血糖症的发生。而任何影响APN水平的因素包括APN基因突变、基因转录水平的异常调节等可导致APN水平降低, 从而与2型糖尿病、肥胖及血脂紊乱等的发生密切相关。
1.3 抵抗素及其在能量代谢中的作用
1.3.1 抵抗素概述
抵抗素 (Resistin) 是于2001年在小鼠脂肪细胞中被发现的脂肪因子, 是脂肪组织特异分泌的可导致胰岛素抵抗的小分子蛋白, 富含半胱氨酸蛋白质家族中类抵抗素分子中的一员, 富含半胱氨酸和丝氨酸残基, 并且具有独特的半胱氨酸重复结构, 它还是一个由二硫键连接而成的同型二聚体, 分子内的二硫键是维持抵抗素空间构象及其生物活性的重要结构[12]。人的抵抗素基因位于19号染色体, 其mRNA全长为476个碱基, 编码108个氨基酸残基组成的抵抗素蛋白。抵抗素主要是在动物的皮下、附睾和乳腺等白色脂肪组织中表达, 而在棕色脂肪组织中的表达极弱, 在脑、肝、肺、肠、心、肾和骨骼肌等部位几乎无表达, 在垂体等部位的表达则报道不一。人抵抗素在脂肪细胞、胎盘血液的单核细胞和骨髓组织中均有表达, 在骨骼肌、血管平滑肌及内皮细胞等均无表达。且至今为止, 还未在人和动物体内发现抵抗素的相应受体。
1.3.2 抵抗素与能量代谢
最初研究报道, 抵抗素只能在脂肪组织里产生, 且脂肪类型不同, 其基因表达程度也不同, 与白色脂肪组织相比, 棕色脂肪组织中其基因表达程度较小。饥饿状态下抵抗素基因表达降低, 同时血清抵抗素水平也相应降低。与此相反, 肥胖动物体内抵抗素基因及血浆抵抗素含量则呈现高水平状态[13]。结果提示, 抵抗素水平与肥胖成正相关。Steppan[14]等研究发现, 禁食48h后, 小鼠血清抵抗素水平降低, 而进食后, 血清抵抗素水平升高。在遗传性和饮食诱导的肥胖小鼠中, 血浆抵抗素水平升高, 导致胰岛素抵抗。实验证明了补充抵抗素重组蛋白削弱了葡萄糖耐受力和胰岛素的作用, 而给予抵抗素抗体则可以改善甘油酯水平及缓解胰岛素抵抗状况。结果显示, 抵抗素损伤了胰岛素的敏感性, 导致胰岛素抵抗, 表现为高血糖、高胰岛素血症。
临床研究认为[15,16], 抵抗素与胰岛素抵抗指数呈显著正相关, 抵抗素可能损害或抑制β细胞胰岛素的分泌功能, 是升高血糖的另一机制。高血糖通过增加机体氧化应激发生, 诱导内皮依赖性血管舒张功能异常, 非酶促蛋白糖基化形成, 蛋白激酶C活化等途径促进血管病变。Bajaj[17]等研究发现, 血浆抵抗素水平与肝脏脂肪含量成正相关, 降低血浆抵抗素水平, 肝脏脂肪含量也相应降低, 并且可以改善肝脏对胰岛素的敏感性。Kim[18]等研究表明, 胰岛素缺乏型糖尿病小鼠模型抵抗素水平降低, 且补充胰岛素会使脂肪组织抵抗素水平快速升高至正常水平。以上研究结果提示, 抵抗素可通过对胰岛素的抵抗作用对糖和脂代谢进行调节, 并且还可以通过负反馈作用调节脂肪量, 即在脂肪细胞分化过程中抵抗素水平升高, 同时它还可抑制脂肪的形成。Ukkola[19]等在对12对同卵双生子进行100天的过度饮食增肥实验中发现, 抵抗素基因序列与增肥过程中呼吸商的变化有关。呼吸商可以反映脂肪参与能量代谢的程度, 提示, 抵抗素基因序列可能对机体脂代谢产生影响。
抵抗素在人体内对糖代谢的影响功能尚不明确, 人体实验有关抵抗素在糖代谢方面的作用存在着不一致的观点。部分学者认为, 抵抗素水平和SNPs与肥胖、胰岛素抵抗及Ⅱ型糖尿病相关;然而, 另一部分学者则认为它们之间并不存在明显相关性[12]。
在研究抵抗素的作用机制时, Steppan等认为, 抵抗素减弱胰岛素的多种功能, 包括抑制胰岛素信号转导途径中的胰岛素受体及胰岛素受体底物-1分子中酪氨酸残基磷酸化, 使磷脂酰肌醇3激酶和蛋白激酶B的激活减少, 从而引起脂肪细胞的胰岛素抵抗。黄建龙[20]等报道, 高抵抗素血症增加游离脂肪酸 (FFA) 含量引起胰岛素抵抗, FFA可抑制葡萄糖代谢的关键酶-丙酮酸脱氢酶的活性, 从而抑制丙酮酸向乙酰辅酶A的转化, 导致葡萄糖的氧化代谢异常, 从而引起葡萄糖刺激的胰岛素障碍。
2 脂肪因子之间的相互作用
脂肪因子作为机体内生物活性物质, 其作用较为复杂, 各种脂肪因子通过调节能量平衡通路以及相互作用在调控着机体能量代谢 (如图) 。在很大程度上, 脂肪因子间的相互作用主要和胰岛素抵抗有关。目前有关不同的脂肪细胞因子之间的相互作用的研究为数不多, 并且部分离体实验和活体实验研究结果往往存在着矛盾。
研究表明, APN和TNF-α在其合成和活性方面相互制约, 以维持其生物功能的稳定。营养过剩将导致炎症反应通道的激活, 破坏生物功能的稳态, 致使APN表达降低。而APN能够抑制TNF-α及IL-6的表达。相反, Leptin对TNF-α及IL-6的生成起到上调作用, 对APN表达起到刺激作用, 而抑制Resistin和RBP4的表达。此外, TNF-α还可刺激Leptin和Resistin等的表达。提示, 细胞因子通过旁分泌和/或自分泌作用可以引起和参加炎症反应。另有研究报道[21], Leptin抑制Resistin的表达, 而在Leptin缺乏的ob/ob小鼠中, 对APN的表达具有促进作用。
在机体能量代谢过程中, 各种脂肪细胞因子相互作用, 共同维持机体自稳态平衡。部分脂肪因子的功能及作用机制已有详细报道, 但是其具体作用机制及其相互之间的关系还有待于进一步探讨。
3 小结
调节因子 篇4
1 SIRT1的生理学作用
研究表明,赖氨酸的乙酰化和去乙酰化是调节蛋白稳定性、活性、亚细胞定位的关键步骤[5]。因此,SIRT1能够通过修改靶蛋白的乙酰化状态调节多种细胞的信号通路。而SIRT1的去乙酰化作用可以被多种调节因子调节,目前公认的SIRT1活性调节因子(AROS)和乳腺癌缺失基因1(DBC1)2个调节因子,它们分别对SIRT1起正向和负向调节的作用。AROS直接与SIRT1结合增强对底物的去乙酰化作用[6],DBC1与SIRT1的催化结构域结合负性调节SIRT1依赖的去乙酰化作用。SIRT1的翻译后修饰也对本身的去乙酰化作用产生影响[7]。
1.1 SIRT1通过去乙酰化作用调节组蛋白
SIRT1是一种依赖烟碱胺腺嘌呤二核苷酸(NAD+)的第Ⅲ类组蛋白去乙酰化酶[8,9],它能够去乙酰化H4组蛋白16位点赖氨酸(H4K6)和H3组蛋白9、14位点的赖氨酸(H3K9/H3K14),同时还能去乙酰化H1组蛋白26位点的赖氨酸(H1K26),影响细胞某些生物学过程,对组蛋白的修饰功能与基因沉默、染色体形成相关[10,11]。同时SIRT1还是组蛋白修饰酶的调节因子,它能够通过与组蛋白乙酰转移酶P300的结合而对其起抑制作用,进而间接促进组蛋白的低乙酰化。
1.2 SIRT1通过去乙酰化作用调节非组蛋白
近来越来越多的研究表明SIRT1有众多的非组蛋白底物,涉及多种细胞生物学功能,尤其在代谢、氧化导致的基因损伤和致癌性应激反应中的作用。SIRT1的非组蛋白底物可归纳为以下几类:(1)转录因子,包括P53、叉头转录因子1(FOXO1)、FOXO3a、核因子κB(NF-κB)、c-Myc、N-MYC、肿瘤高甲基化基因1(HIC1)等,这些转录因子能够调节细胞周期进程和促进细胞存活;(2)DNA修复蛋白,包括Ku70、RAD51、NBS1、脱嘌呤/脱嘧啶核酸内切酶(APE1)、着色性干皮病A/C蛋白(XPA/C),改善DNA损伤修复;(3)核受体、生物钟及相关因子肝脏X受体(LXR)、胆汁酸受体(FXR)、雌激素受体α(ERα)、雄激素受体(AR)、过氧化物酶体增生物激活受体γ(PPARγ)、过氧化物酶体增殖活化受体γ辅助活化因子1α(PGC1α)、生物钟基因CLOCK和节律基因PER2,用于调节代谢;(4)组蛋白修饰酶:H3K9甲基转移酶(SUV39H1)、组蛋白乙酰转移酶P300、乙酰转移酶TIP60和组蛋白乙酰转移酶PCAF,调节基因的表达;(5)细胞信号分子STAT3、β-链蛋白、Sma和Mad相关蛋白7(SMAD7)[12].
2 SIRT1在肿瘤发生发展中的双重作用
2.1 SIRT1作为肿瘤抑制因子
2.1.1 SIRT1抑制肿瘤发生发展过程中异常放大的促炎症信号
慢性炎症与肿瘤的关联众所周知,尤其是在肿瘤发生发展阶段[13],SIRT1通过调节肿瘤坏死因子α(TNF-α)、脂多糖(LPS)和白介素(IL)等促炎症细胞因子抑制炎症反应,天然的SIRT1激活剂白藜芦醇已被证明在小鼠胚胎成纤维细胞(MEFs)中通过高表达SIRT1减少TNF-α的生成[14]。SIRT1敲除的巨噬细胞表现出炎症反应的增加[15]。在高脂喂养的全身SIRT1过表达的转基因小鼠中,SIRT1能够保护其肝脏避免发生炎症反应和脂肪肝[16],避免代谢综合征相关性肝癌的发生。慢性炎症阻塞性肺疾病中也发现SIRT1的表达减少,提示SIRT1与慢性炎症密切相关[17]。SIRT1的抗炎作用可能通过抑制一些炎症相关的转录因子而发挥作用。NF-κB是调节免疫反应的关键转录因子,SIRT1能直接与NF-κB的Rel A/P65亚基结合,使其去乙酰化导致NF-κB失活[15]。信号转导和转录激活因子3(STAT3)被磷酸化,并响应于各种促炎细胞因子活化,从而促进炎症相关癌变。STAT3已被证明是SIRT1的结合型底物,SIRT1的过表达抑制STAT3乙酰化、磷酸化和反式激活[18]。通过上述发现我们可以总结出SIRT1能够抑制转导细胞及肿瘤细胞中异常活化的促炎症信号,由此推测SIRT1能抑制炎症相关性肿瘤的发生。
2.1.2 SIRT1增加基因组的稳定性
许多小鼠模型的研究都提示SIRT1能增加基因组稳定性并且起到抑制肿瘤的作用,SIRT1是小鼠早期发育的关键基因。SIRT1纯合性缺失能导致C57BL/6和129小鼠产前和产后致死[19,20]。野生型和SIRT1-/-小鼠胚胎干细胞(ESCs)表现出相似的染色体异常,但是SIRT1-/-胚胎干细胞更容易在氧化应激下出现基因组不稳定性[21]。SIRT1-/-胚胎细胞的基因组不稳定性源于DNA损伤修复的缺陷。SIRT1缺失能降低基因组稳定性,SIRT1杂合缺失能加速p53+/-基因敲除小鼠的肿瘤生成[22]。Firestein等[23]研究表明,SIRT1过表达能够减少APC+/min的小鼠肠道肿瘤形成,他们证明了SIRT1能去乙酰化β-链蛋白并减少其核表达和反式激活能力。同样,Oberdoerffer等[21]的研究显示,SIRT1过表达减少p53+/-小鼠肿瘤负荷。在Herranz等[16]最近的一份报告中,在SIRT1的转基因小鼠中通过诱导SIRT1的启动子使其出现过表达,能3倍提高健康老鼠寿命并且减少自发癌、肉瘤形成以及致癌物诱发肝癌的发病率。综上所述,体内小鼠模型表明,SIRT1可能提高正常细胞的遗传稳定性和抑制肿瘤形成。
2.1.3 SIRT1抑制癌基因的作用
SIRT1能够抑制癌基因的功能,例如,SIRT1作用于其下游的乳腺癌1号基因(BRCA1),负性调节抗凋亡基因Survivin[24]。某些人类恶性肿瘤中发现细胞癌基因c-Myc的过度表达,它能与SIRT1的启动子结合降低SIRT1表达,然而SIRT1能与c-Myc相互作用,并使其去乙酰化降低cMyc的稳定性[25]。SIRT1能够增加前列腺癌细胞的自噬,基于这一发现SIRT1过度表达能加速自噬相关蛋白,而SIRT1抑制剂能抑制自噬作用[26]。在人类肉瘤中SIRT1过表达能减少转移廇的形成[27]。Yang等[28]的研究表明,SIRT1通过调节NF-κB/Cyclin D1信号通路诱导胃癌细胞的G1期停滞,抑制胃癌的发生。
2.2 SIRT1作为肿瘤促进因子
2.2.1 SIRT1延长肿瘤细胞的生存
越来越多的研究表明SIRT1在许多人类肿瘤中出现高表达,如前列腺癌[29]、胃癌[30]、乳腺癌[31]、食管癌[32]、肺癌[33]等,提示其对肿瘤细胞的发生发展起促进作用,Lin等研究表明SIRT1在子宫内膜肿瘤中高表达,通过促进脂肪生成促进子宫内膜肿瘤的生长[34]。SIRT1能通过调节多种抑癌基因及细胞凋亡相关基因抵抗细胞凋亡[35],延长细胞生存。P53在很多细胞凋亡信号通路中都扮演着十分重要的角色,包括膜凋亡信号、线粒体凋亡通路,并且它在细胞核内影响着很多与凋亡相关的细胞因子的转录与表达。SIRT1能去乙酰化P53第382位的赖氨酸,降低其转录活性,阻断因DNA损伤引起的依赖P53的细胞凋亡[36,37]。SIRT1还能使作为细胞周期负性调节剂的p53去乙酰化和失活,以绕过生长停滞。内源性的凋亡途径很大程度依赖BCL2家族,它包含了促凋亡及抑制凋亡的成员[38],Bax是这个家族中典型的促凋亡基因,癌细胞可以通过在线粒体螯合Bax抵抗凋亡,这个功能是通过Ku70完成的,SIRT1能够通过去乙酰化Ku70增加Ku70与Bax的作用,阻止Bax转移至线粒体[39]。通过调节Ku70,抑制SIRT1能导致p53缺失的白血病细胞体外凋亡和体内转移瘤的生长[40]。在慢性白血病K562细胞株中,SIRT1通过调节Ku70降低非同源性末端连接(NHEJ)的修复效率,NHEJ是DNA修复途径的关键步骤[41]。SIRT1还能对BCL6进行去乙酰化,通过去乙酰促进BCL6转录抑制活性及抗细胞凋亡。BCL6表达于淋巴结内的生发中心并且抑制转录,它参与细胞周期调控、细胞凋亡和细胞分化[42]。BCL6易位在B细胞淋巴瘤中发生频繁。Heltweg等[43]表明,SIRT1的化学抑制剂Cambinol通过阻止BCL6的脱乙酰和活化,在体外和体内有部分抗淋巴瘤特性。由SIRT1去乙酰化的另一个重要的肿瘤抑制家族FOXO,参与细胞周期控制、抗氧化和DNA损伤修复[44]。Wang等发现,通过SIRT1和SIRT2对FOXO3的去乙酰化导致其泛素化和随后的降解,从而促进细胞周期进程并促进癌症的发生[45]。还有研究显示SIRT1与MYC相互作用促进细胞增殖,多数研究中SIRT1是由MYC激活并形成一个正反馈环路,以稳定MYC蛋白[46],稳定的MYC进一步增加细胞的增殖信号和刺激细胞增长。这可能解释了为什么Burkitt淋巴瘤是由C-MYC异位启动的,并且对SIRT1抑制剂Cambinol的单剂作用最敏感[43]。SIRT1还显示出下调WNT信号的作用,WNT活化与在齿状线发生的高级别大肠癌中C-MYC的转录激活相关联[47]。
2.2.2 SIRT1与肿瘤的侵袭、转移
SIRT1通过与多种细胞因子作用诱导肿瘤的血管生成,为肿瘤的侵袭和转移提供支持。SIRT1去乙酰化FOXO1和NICD调节内皮血管生成[48]。Kim等[49]研究表明,在胃癌中FOXO1负性调节血管生成相关的因子,如HIF-1、VEGF,抑制肿瘤血管生成,SIRT1通过对FOXO1的调节促进肿瘤中的血管生成。由于癌症细胞处于长期低氧微环境中,HIF-1、HIF-2被激活,HIF-1能够激活VEGF、促红细胞生成素(EPO)和NOS等,促进血管新生、生存和葡萄糖的摄取,为肿瘤生长提供条件[50]。Laemmle等[51]研究表明,在缺氧条件下SIRT1能稳定HIF-1α并且能抑制损害肝癌细胞的低氧反应。在Lewis肺癌移植源性血管内皮细胞中SIRT1通过负调节δ样配体4(DLL4)/Notch信号,增强肿瘤血管生成[52]。上皮细胞-间充质转化(EMT)是促进肿瘤侵袭和转移的一个重要的过程。在乳腺上皮细胞中,EMT的过程中SIRT1被激活,可能的原因是SIRT1负调节因子miR-200a的沉默。在三阴性乳腺癌细胞系中,沉默SIRT1能显著降低癌细胞的侵袭力,细胞形态也转变为相对正常的上皮样的形态[31]。在前列腺癌中SIRT1也是肿瘤EMT和转移的正调节因子[53],在前列腺癌细胞中过表达的SIRT1通过调节转录因子ZEB1诱导EMT。无论是体外和体内实验都证实,在前列腺癌细胞中敲除SIRT1能恢复细胞-细胞黏附和逆转EMT。此外SIRT1在肝癌[54]和胰腺癌[55]中也能促进EMT,加速肿瘤的侵袭。
2.2.3 SIRT1与耐药的关系
一些研究表明通过RNA干扰技术降低SIRT1的表达,多药耐药基因(MDR1)和P糖蛋白(P-gp)的表达也相应的下调[56],SIRT1通过调节上述基因及蛋白增强药物外排促进化疗抵抗性。CAO等[57]研究显示,SIRT1在耐药细胞系和出现耐药的患者样品中表达升高。SIRT1能上调MDR1基因及其蛋白的表达,导致细胞对药物敏感性下降[58],而抑制SIRT1能增加这些癌细胞对抗癌药物的敏感性。另一组研究表明,一种新型的SIRT1抑制剂Amurensin G可降低MDR1的表达,能增加耐药细胞对细胞毒性药物的敏感性[59]。有研究表明SIRT1通过调节Noxa蛋白调节细胞对药物的耐药,如顺铂。Noxa可以影响线粒体通透性、外膜电位,从而导致细胞色素c的释放,激活胱天蛋白酶家族,诱导细胞凋亡[60]。在子宫内膜癌细胞系HHUA中,SIRT1过表达能促进对顺铂和紫杉醇的耐药[61]。
2.2.4 SIRT1与预后
Zu等[62]研究显示,在结直肠癌中SIRT1的高表达提示预后差。同样的结果也在卵巢癌[63]、肺癌[64]、胃癌[65]等肿瘤中被证明。SIRT1高表达的肿瘤侵袭力强、易耐药可能是导致预后差的原因。综上所述,SIRT1有抑制炎症、增加基因组稳定性、抑制肿瘤的发生和进展的作用。然而,SIRT1也可以作为肿瘤促进剂,促进肿瘤的发生、发展。SIRT1的亚细胞定位可能是导致它不同生物学功能的原因,研究表明SIRT1的去乙酰化作用主要位于细胞核中,但是它含有至少两个核定位信号和两个核输出信号,因此可以在核质间穿梭[66]。这意味着,SIRT1可位于胞浆以及细胞核中。研究发现,SIRT1通常存在于小鼠胰岛细胞和人类胚胎肾细胞的细胞质中[67]。值得注意的是,在某些癌细胞的细胞质中SIRT1过度表达,而正常的上皮细胞中表现出的核定位,这种现象已在人结肠癌和卵巢癌标本中观察到[68]。SIRT1在正常细胞和肿瘤细胞中的亚细胞定位可能影响不同特异性底物,根据定位的不同SIRT1的底物可以分为胞质组和胞核组,正常细胞中SIRT1主要位于胞核,主要底物包括NF-κB、STAT3、HIF-1α和转录激活因子AP-1等,表现出抗炎和抗癌作用[69,70]。SIRT1与c-MYC的相互作用目前有两种研究结果,一些研究[46]发现SIRT1与c-MYC形成正反馈环路促进c-MYC活性。另一些研究[25]认为SIRT1与c-MYC形成负反馈环路抑制cMYC活性。SIRT1对c-MYC的双重作用也与其在正常细胞和肿瘤细胞不同的定位相关,与SIRT1类似,在正常细胞中c-MYC癌基因蛋白主要在细胞核中表达,但癌细胞中显示MYC蛋白的过量表达主要在细胞质中[71,72],在细胞核中SIRT1去乙酰化破坏c-MYC活性,抑制c-MYC驱动的肿瘤发生[73]。然而,SIRT1显示在癌细胞细胞质定位,细胞质中的靶向蛋白作为首选的去乙酰化底物,因此它能去乙酰化和稳定c-MYC蛋白促进肿瘤生成。既往的研究SIRT1对于HIF-1显示出双向调节作用,既能增加HIF-1的稳定性又能抑制转录,这需要进一步的研究来解决SIRT1与HIF-1之间的复杂的相互作用。
3 结论
SIRT1通过去乙酰化多种蛋白,成为调节凋亡、炎症反应、DNA修复、新陈代谢、肿瘤生成等重要的调节因子。SIRT1作为肿瘤抑制因子主要表现在以下几个方面:(1)SIRT1能通过调节NF-κB、TNF-α、LPS、STAT3等抑制肿瘤发生发展过程中异常放大的促炎症信号,阻断炎症相关性肿瘤的形成。(2)多项转基因小鼠实验证实SIRT1可能提高正常细胞的遗传稳定性和抑制肿瘤的形成。(3)通过调节MYC癌基因及HIF-1,促进特定肿瘤细胞自噬等作用和抗癌基因的作用,从而达到抑制肿瘤形成的作用。同时SIRT1的促癌作用也通过以下几方面实现:(1)对抗细胞凋亡,SIRT1通过调节P53、BCL2、BCL6、Ku70等对抗细胞的凋亡。稳定MYC进一步增加细胞的增殖信号和刺激细胞增长,通过调节p53以绕过生长停滞,通过调节FOXO从而促进细胞周期进程,并促进癌症的发生。(2)通过调节FOXO1和NICD诱导内皮血管生成,参与EMT,促进肿瘤的侵袭和转移。(3)通过诱导MDR1和P-gp蛋白的表达促进癌细胞药物的外排作用,诱导肿瘤细胞多药耐药性的产生。
调节因子 篇5
1 影响脑胶质瘤血管浸润的调节因子
1945年Algire首先提出肿瘤血管形成(tumor angiogenesis,neovascularization)的概念[3]。1971年,Folkman最早提出肿瘤生长血管依赖性学说,并将肿瘤细胞分泌的促进肿瘤血管生长的物质命名为肿瘤血管生成因子(tumor angiogenesis factor,TAF),为以后研究奠定了基础[4]。脑胶质瘤新生血管形成有多种可能的机制,包括肿瘤细胞与原有血管共生,血管生成,血管发生,肿瘤细胞嵌入血管壁(即马赛克样新生血管形成)、血管生成拟态和胶质母细胞瘤(GBM)内皮转分化、血管套叠等方式,同时受多种促血管生成因子及抗血管生成因子共同调节,及其介导的相关信号通路促进或参与胶质瘤不同阶段和类型的新生血管形成,目前已分离和纯化了20多种血管生成因子和相关因子,包括血管内皮细胞生长因子(vascular endothelial growth factor,VEGF)、胎盘生长因子(placent growth factor,PLGF)、转化生长因子β1(transformning growth factor-β1,TGF-β1)、血管生成素(angiogenin)、血小板衍生内皮细胞生长因子(platelet-derived endothelial cell growth factor,PDGF)、碱性成纤维母细胞生长因子(basic fibroblastic growth factor,b FGF)、表皮生长因子(epidermal growth factor,EGF)、白细胞介素-8(interleukin,IL-8)、肿瘤坏死因子α(tumor necrosis factor,TNF-α)、前列腺素(prostaglandin)等[3,4]。
1.1血管内皮细胞生长因子
VEGF是所有细胞因子中,研究最为深入的,是目前已知的作用最强的促血管生成因子,最早于1989年在牛垂体-星状细胞中分离纯化得到,可诱导肿瘤血管内皮细胞编码相应的受体,与受体特异性结合后通过旁分泌机制来促进肿瘤的血管形成与增殖,在大多数人类恶性肿瘤中均有表达。
VEGF又称血管通透因子(VPF),属于血小板源性生长因子家族,由一类具有高度保守的同源二聚体糖蛋白组成,其亚基分子量约为18-24k Da,总蛋白分子量约34~46 k Da。
目前研究认为VEGF家族至少由7 个成员组成:VEGFA,VEGF-B,VEGF-C,VEGF-D,VEGF-E,PIGF和sv VEGF。VEGF主要作用于血管内皮细胞,使其分裂和产生趋化作用,从而促进内皮细胞的增殖、迁移。其中VEGF-A是目前已知的作用最强的促血管生成因子,能诱导内皮细胞表达尿激酶型纤溶酶原激活因子(u PA)、组织型纤溶酶原激活因子(u PAR)及尿激酶型纤溶酶原激活因子受体(u PAR)等,增加微血管的通透性,从而促使渗透到血管外区域的血浆蛋白形成血浆蛋白凝块,作为血管新生的支持［5］。研究发现,VEGF-C在各种实验模型中被证实能调节淋巴管的生长;另一方面,VEGF-C在较高浓度下也能刺激血管内皮细胞的迁移和增生,并增加血管的通透性,调节生理和病理性血管生长［6］。VEGF-D不但能诱导肿瘤内淋巴管的形成和淋巴转移,而且还能促进肿瘤血管的生成和增长。
人PIGF定位于染色体14q24,分子结构为同源二聚体糖蛋白,其氨基酸序列与VEGF有42%的同源性。根据其m RNA不同的剪切方式,PIGF有4 种异构体:PIGF-1、PIGF-2、PIGF-3 及PIGF-4。4 种异构体其分泌方式、肝素亲和性及二聚体化等都各不相同,PIGF主要与VEGFR-1/Flt-l相结合而发挥其生物学功能。多项研究资料显示:在病理状态下包括肿瘤的形成、伤口的愈合及心、脑、四肢的慢性缺血等过程中均有PIGF参与新生血管的生成。Nomura等对39 例脑肿瘤(包括16 例脑膜瘤,7 例胶质瘤,7 例神经鞘瘤,4 例垂体腺瘤以及5 例脑转移肿瘤)进行PLGF m RNA表达的研究,发现25例(64.1%)有PLGF的表达,并在人神经胶质瘤细胞株体外培养中发现有PLGF的表达且与氧浓度负相关［7］。Adini等［7］构建了小鼠神经胶质瘤C6 细胞株的四环素调节的m PLGF表达系统,m PLGF的表达由共同表达的以四环素作为调节因子的t TA转录因子控制。将转基因C6 细胞分别种植于有和没有四环素缓释片埋植的裸鼠皮下,结果无四环素小鼠由于m PLGF的表达肿瘤生长明显快于对照组［8］。肿瘤血管形态学研究表明,m PLGF表达肿瘤的血管成熟度下降,基底膜不完整,血管周细胞覆盖不全。说明m PLGF能改变肿瘤血管生成。
脑胶质瘤细胞的快速生长依赖于血管的持续生成,但易造成肿瘤细胞的低氧状态,如果无血管系统提供氧气,实体瘤的增长不会超过1 mm。缺氧所导致的缺氧诱导因子(hypoxia-inducible factor,HIF)的上调与胶质瘤新生血管的形成有密切的关系,HIF的激活将导致VEGF及受体(vascular endothelial growth factor receptors,VEGF-R)等多种与血管形成有关的因子激活。HIF激活后对肿瘤血管的生成起到强烈的促进作用,且因缺氧而表达上调,从而导致恶性循环。肿瘤细胞分泌的VEGF与特异性受体VEGFR-2相结合通过旁分泌机制作用于内皮细胞,从而调节胶质瘤瘤的血管生成。在脑胶质瘤中,随其级别的增高,HIF-la、VEGF表达增高。
1.2转化生长因子β1
TGF-β为分子量(单体)14k D的多肽,属生长因子组,有3个亚型:TGF-β1、TGF-β2、TGF-β3,TGF-β作用是抑制免疫监视,调节细胞增殖、分化和细胞外基质产生,促进肿瘤血管形成[9]。不仅肿瘤细胞能产生TGF-β、T细胞、LAK细胞、B细胞、巨嗜细胞和小胶质细胞也能产生TGF-β。转化生长因子β1(transfonning growth factor-β1,TGF-β1)主要由肿瘤细胞周围的基质细胞产生,肿瘤细胞本身也可以分泌TGF-β1,它以旁分泌或自分泌的方式调控肿瘤细胞的增殖与分化。
TGF-β1 可能是促进肿瘤新生血管形成的因素。目前研究显示了在多种肿瘤中,TGF-β1 可以诱导上皮间质转化(epithelial-mesenchymal transition,EMT) 的发生,是经典的EMT诱导因子［10］。TGF-β1 可以结合到细胞表面的转化生长因子-β 受体结合而激活其受体。TGF-β1受体是丝氨酸/苏氨酸激酶受体,其信号传递可以通过SMAD信号通路和/或DAXX信号通路,从而可以引起包括内皮细胞在内的细胞调亡。TGF-β1 刺激血管内皮细胞的产生VEGF,在促进血管生成,并增加纤溶酶原激活物抑制剂(PAI-1)生成,在血管生成过程中的血管重塑发挥作用。Shan Lu等报道TGF- β1通过调节IL-8 因子的表达而促进前列腺癌的血管生成和侵袭性,他们研究表明TGF-β1可以上调前列腺癌的微血管密度［11］。TGF-β1还可以通过丝裂原活化蛋白激酶3(MKK3)和p38 α、p38δ 通路来促进VEGF生成。Breier等研究显示除缺氧外,TGF-β1是产生VEGF的另一重要因素［12］。一些研究表明,缺氧和TGF-β1信号通路可以通过协同作用提高VEGF转录水平和启动子活性［13］。TGF-β1通过上调VEGF m RNA和蛋白水平,而促进胃癌微血管增生,表现为较高的微血管密度和较高的侵袭性。有研究发现TGF-β1与VEGF在胶质瘤中的表达正相关,提示TGF-β1促进胶质瘤血管生成的机制可能包括上调VEGF、基质金属蛋白酶-9 的表达,与微血管密度呈明显正相关,与胶质瘤分级成正相关,其表达随肿瘤恶性程度提高而增加,这提示TGF-β1 对胶质瘤的血管生成起促进作用,而促血管生成作用可能是TGF-β1 导致肿瘤恶性进展的原因之一。
1.3血管生成素
血管生成素(Angiopoietin,Ang)是除VEGF外的另一组内皮细胞特异的细胞因子,近来研究发现其在肿瘤血管生成的调控中起重要作用,主要由内皮细胞表达,有4种亚型,最具有特征的是Ang-1和Ang-2,Ang-1主要作用为募集血管周细胞,维持血管的完整性,使肿瘤得到较好的血流灌注而促进其生长。有研究表明,在肿瘤生长过程中,Ang-2很有可能是肿瘤血管生成的早期信号,它大量出现在肿瘤侵袭区的最前沿,表达上调将导致血管的稳定性下降,使血管内皮细胞同周围的支持细胞发生解离,血管退化,从而促进肿瘤血管的重构与形成[14]。Koga等[15]研究表明,胶质瘤细胞和血管内皮细胞均有Ang-2表达,高级别胶质瘤Ang-2表达阳性细胞数及染色强度均高于低级别胶质瘤。Holash等[16]建立了老鼠的C6神经胶质瘤肿瘤模型,利用Western blot和免疫组化技术检测发现,在肿瘤直径>1 mm时,肿瘤血管内皮细胞己强表达Ang-2,当肿瘤细胞出现坏死时,在坏死中央的肿瘤血管见Ang-2强表达与前相似,在肿瘤坏死区周围和边缘肿瘤区,Ang-2亦高度表达,肿瘤血管退化,作者认为Ang-2与恶性胶质瘤血管成熟度呈负相关,Ang-2在恶性胶质瘤血管成熟、发生和退化中起着重要作用[15]。Ang-4在人脑胶质瘤组织和细胞内是上调的,多聚体Ang-4可以促进胶质瘤的血管生成并直接激活细胞外调节蛋白激酶而促进GBM的生长[17]。
1.4血小板衍生内皮细胞生长因子
PDGF家族已经被证实在多种肿瘤如非小细胞、肺癌、胰腺癌、宫颈鳞癌和前列腺癌等组织中高表达[18]。研究发现,PDGF在所有恶性脑肿瘤中表达,PGDF阳性表达随着肿瘤级别即恶性度升高而表达增加,其机制是由于PGDF作为“获能因子”与PDGFR-β结合后,使细胞从非分裂状态的G1期进入分裂周期,刺激肿瘤细胞的群分裂增殖。研究表明,PDGF可以提示胶质瘤的预后,不同级别的胶质瘤组织间PGDF的表达存在显著差异,Ⅱ级胶质瘤中PGDF的阳性表达明显低于Ⅲ级及Ⅳ级,PDGF的表达与胶质瘤的病理分级呈正相关,且PDGF产生大量肿瘤血管生成诱导因子,使得高级别胶质瘤中新生血管数量、血管内皮细胞增生和肥大程度远远高于低级别胶质瘤,这提示PGDF可能参与了胶质瘤细胞增殖、迁移等多个环节,促进肿瘤的浸润性生长[19]。
1.5碱性成纤维母细胞生长因子
成纤维细胞生长因子(FGFs)是一类重要的血管生成因子,碱性成纤维细胞生长因子(basic fibroblast growth factor,b FGF)为这一家族成员之一,1974年由Gospodarowicz从牛脑垂体和脑组织中分离。b FGF的阳性表达与多种肿瘤细胞增殖活性和组织学分级密切相关[20]。b FGF可通过多方面机制促进胶质瘤的恶性转化与演进,Einat Peles等采用酶联免疫吸附测定研究不同级别脑胶质瘤患者脑脊液中b FGF水平,发现脑脊液中b FGF的平均水平高度恶性组高于低度恶性组,认为脑脊液中b FGF水平可作为评定胶质瘤分级的指标,并可作为一项评估预后的指标[21]。一方面,b FGF作为一种广谱有丝分裂原,b FGF可促进胶质瘤细胞的增殖,导致瘤组织的演进。另一方面,b FGF是一种很强的血管生成因子,通过上调VEGF的表达和调节内皮细胞的活性,从而促进肿瘤血管的生成为胶质瘤细胞输送营养,带走代谢产物,并有利于瘤细胞向周围组织浸润。此外,b FGF能上调抗凋亡蛋白survivin与Bcl-2,从而抑制胶质瘤细胞的凋亡,促进肿瘤生长。由此可见,b FGF在胶质瘤的恶性转化和演进中具有重要意义,与胶质瘤的侵袭性密切相关。
2 MRI对胶质瘤血管浸润评价
肿瘤血管结构和不均一的通透性导致了异常血流的产生。决定脑胶质瘤病理分级的两个重要指标是肿瘤向脑实质侵袭性生长和肿瘤新生血管形成,其中肿瘤血管形成程度是确定胶质瘤生物学侵袭性和组织病理学分级的主要指标［22］。MRI在一定程度上能够反映肿瘤新生血管的形态、功能及代谢的异常,对胶质瘤的诊断、恶性程度的判定以及抗血管治疗效果等方面的评价有较大的帮助,同时也是对胶质瘤组织学评价的有效补充,主要的技术包括MR灌注加权成像(perfusion weight imaging,PWI)、MR分子影像技术等［23］。
MR灌注成像(perfusion weighted imaging,PWI)在检测肿瘤血管生成方面具有很大潜力,其通过测定各种灌注参数对活体内肿瘤组织的微血管生成情况进行判断,临床上最初多用于判断肿瘤的良恶性。PWI反映的是脑肿瘤的血流动力学变化和肿瘤新生血管的多少而不是血脑屏障的破坏程度。PWI具有较高的空间和时间分辨率,可较好地鉴别肿瘤的良恶性,其主要包括动脉自旋标记(arterial spin labling,ASL)和动态磁敏感加权序列(dynamic susceptibility contrast,DSC),都能够反映胶质瘤的血流变化情况,与肿瘤的恶性程度及组织的血管密度均有明确相关性。ASL利用选择性射频脉冲对动脉血内自旋质子进行标记实现脑血流测定,因而无需注射对比剂,但其成像时间相对较长且对运动伪影敏感,未能广泛应用于临床［24］。由于VEGF受体通路被认为是肿瘤血管生成最重要、最易显示的通路,所以常用动态对比增强磁共振成像被作为评价上述通路的最常用工具。灌注成像是利用团注对比剂在首次通过脑组织时引起局部组织磁场信号改变来计算相应的血流动力学参数,反映组织的微血管分布和血管容积［25］。其主要技术和参数包括脑血容量(cerebral blood volume,CBV)、脑血流量(cerebral blood flow,CBF)、平均通过时间(mean ransittime,MTT)、对比剂峰值时间(time to peak,TTP)、血管表面通透面积(permeability surface area,PS)、肿瘤血管的通透性。微血管密度是评价新生血管的主要指标,但它并不能反映肿瘤的血管管径、长度及灌注状态和血管通透性等与肿瘤侵袭性和恶性程度有关的形态特征和功能状况。近年来,动物实验表明血管管径指数(vessel size index,VSI)可以非侵入性地定量描述病变的血管重构,优于脑血容量(cerebral blood volume,CBV)、脑血流量(cerebral blood flow,CBF)等提供间接信息的指标［26，27］。
目前,MRI动态T1WI增强成像被广泛地使用并用于胶质瘤肿瘤血管通透性的定量评估。大量的动物实验及临床研究表明,高级别胶质瘤较低级别胶质瘤具有更早期、更高水平的强化,与微血管密度测定结果具有很好的相关性［28］。Maia等对20 例脑胶质瘤患者进行PWI与术后病理的比较研究,按WTO胶质瘤分级标准分为高、低级别胶质瘤2 组,结果表明2 组间相对脑血容量(relative cerebral blood Volume,r CBV)差异有非常显著性意义。相关性分析表明,胶质瘤r CBV值与VEGF的表达间存在非常显著的正相关,作者认为MR灌注加权成像r CBV值的定量观测可以反映肿瘤组织的VEGF和微血管密度,故可以用于活体评价胶质瘤血管生成,对指导临床选择正确的治疗方案及评估预后具有重要临床意义。
分子成像技术的基本原理是利用生物兼容的特异性,使高亲和力的分子探针(molecular probes)与疾病过程中产生的特异性靶分子结合。通常是利用生物或化学的方法设计和修饰探针分子,使其具有放射性,磁性或光学活性,而能被影像工具探测成像。或者直接利用光学成像仪器根据光的反射、吸收等特性或生物荧光现象对特定的生物过程成像。为了在分子或者细胞水平特征性地显示血管生成过程,必须寻找在新生血管内皮特异性表达的分子靶目标。肿瘤血管生成分子成像技术的一个主要优势是能直接使新生血管内皮细胞相关的分子受体成像,由此可以区别开肿瘤新生血管和先前存在的血管。目前研究较多的新生血管分子靶是整合素 αvβ3。活体示踪细胞是分子影像学的重要方法之一,能有效动态观察机体的内部变化,对于观察机体的代谢和变化有其独特的优越性。其方法是预先标记内皮前体细胞,随后对其向肿瘤的迁移过程进行跟踪,通过测定这些预先标记内皮前体细胞合并入肿瘤血管的比例,能够直接显像并定量评价肿瘤的血管生成。有研究使用超微超顺磁性氧化铁(USPIO)对干细胞进行标记并通过磁共振成像示踪［29］。目前标记细胞的MR对比剂主要分为两种:1顺磁性对比剂,如常见的Gd螯合剂,通过产生T1正性对比效应对细胞进行标记;2单/多晶体氧化铁为基础的对比剂,较强的T2负性对比效应标记细胞,其优点在于穿透力较强,低浓度即可形成磁共振的对比。USPIO即为其中常用的对比剂之一,能够产生较大的顺磁性,在自旋回波和梯度回波序列时形成低信号区而成像,是活体示踪观察脑胶质瘤血管生成的有效手段［30］。
调节因子 篇6
1 脑源性神经营养因子
1.1 脑源性神经营养因子的性质
脑源性神经营养因子[2] (BDNF) 是神经营养因子家族中的重要一员, 维持脑神经元的正常生理机能的重要因子, 是一种主要由脑组织合成, 维持中枢神经系统多种神经元存活, 并促进神经纤维生长的碱性蛋白, 分子单体是由119个氨基酸残基组成的分泌型成熟多肽, 蛋白等电点为9.99, 相对分子质量为13500, 主要由β折叠和无规则二级结构组成, 含有3个二硫键[3]。BDNF作用广泛, 对感觉神经元、运动神经元、胆碱能神经元、多巴胺能神经元、GABA能神经元、小脑颗粒神经元等均有作用[5]。它不仅对多种神经元的发育分化和生长再生具有维持和促进作用, 还能通过为受损的神经元提供营养而使中枢神经系统损伤的运动神经元和感觉神经元得到恢复。
主要作用[4]:促进运动神经元、感觉神经元、基底节前脑胆碱能神经元、皮层神经元、海马神经元、多巴胺能神经元等的生长发育和存活;提高神经元的生物活性, 减少损伤后的神经元的自然死亡, 对神经元有保护和修复作用;是突触活动、神经元连接与突触可塑性的重要调节因子。
1.2 脑源性神经营养因子的分布
脑源性神经营养因子 (BDNF) 主要由脑组织合成, 广泛分布在大脑皮质、海马、基底前脑、纹状体、隔区、下丘脑、小脑、脑干及周围神经系统中, 其中以海马、大脑皮层和纹状体等部位含量较丰富, 在外周的肌肉组织、心脏和肺脏也有较低水平的表达, BDNF可通过靶源性、自分泌、旁分泌方式与神经细胞上高亲和力的酪氨酸蛋白激酶B (TrkB) 受体或低亲和力受体p75结合, 激发各种信号传导通路而发挥生物作用。BDNF的mRNA的最高水平的表达也是在海马和大脑皮质, 在海马结构中, BDNF的mRNA最集中的是齿状回颗粒细胞和CA2、CA3中的锥形细胞中[6]。
2 突触传递长时程增强
2.1 突出传递长时程增强的性质
运动技能的学习是一个复杂的神经过程, 突触是信息传递和处理的重要环节, 突触的可塑性是运动学习和记忆的神经基础, 在运动技能的学习和记忆过程中, 突触会产生形态和功能的变化, 我们把传递速度持续变化的突触称为可塑性突触。突触传递长时程增强[1] (LTP) 是指在条件刺激 (多为较高频率的强直刺激) 后, 相同的测试刺激诱发突触反应长时间明显增强的现象。这种突触反应在不同实验条件下有不同的表现形式, 可以是场电位、群体兴奋性突触后电位、群体峰电位和兴奋性突触后电位 (excitatory posts-ynaptic potentia, EPSP) 等。LTP既能长期保持, 又能迅速改变, 已成为在突触水平上研究运动技能学习和记忆的分子模型。根据LTP发生的时间和机制不同, 将其分为早发性LTP (E-LTP) 和晚发性LTP (L-LTP) [7]。
2.2 突触传递长时程增强与技能学习的关系
运动技能的学习和记忆是大脑的一个功能, 并且是一个多阶段的动态神经过程, 学习主要是指人或动物通过神经系统接受外界环境信息而影响自身行为的过程, 记忆主要是指获得的信息或经验在脑内贮存和提取的神经活动过程。学习和记忆密切相关, LTP作为突触可塑性的重要内容, 在这个过程中对运动技能的获得、巩固和再现起着非常重要的作用, 研究发现, BDNF可选择性增强高频刺激 (HPS) , 有助于BDNF直接对LTP发挥效应, 暗示BDNF可调节神经递质的释放, 增强运动技能的学习。而LTP与技能学习和记忆有相互促进作用, LTP的诱导或阻断会改变学习记忆的能力, 在学习记忆的过程中也会引起相应的LTP变化。有研究者在海马突触可塑性与年龄相关的记忆下降的关系研究中发现, 易化LTP的诱导可改善老年鼠的记忆能力;阻断LTP的诱导可直接影响海马依赖性学习行为的获得。通过训练动物在Y型迷宫内进行分辨回避反应的学习, 记忆保持好的动物LTP效应显著增大, 记忆保持差的动物LTP效应增大不明显[7]。
3 BDNF对LTP的调节机制
脑源性神经营养因子 (BDNF) 对突触传递的长时程增强 (LTP) 的调节包括允许 (permissive) 和指导 ( instructive) 两方面[8]。允许是指BDNF能够增强突触产生LTP的能力, 但是本身并不产生LTP。指导是指BDNF对HFS产生应答, 参与LTP的形成和维持, BDNF对E-LTP和L-LTP均发挥指导作用。目前对其机制的说法有很多, 具体如下:BDNF是通过抑制突触疲劳而发挥其允许作用, NMDA受体激活后的细胞内级联反应参与LTP的形成。LTP效应是由分布在大脑皮层与海马的N-甲基-D-天冬氨酸 (NMDA) 受体依赖的突触传递效能的持续性增强所引起的[9]。NMDA受体通道是受膜电位和递质的双重控制的, 在静息膜电位下, 不能将阻滞NMDA受体通道的Mg2+移开, 不能激活NMDA受体, 只有当许多突触前纤维同时兴奋, 造成突触后膜一定程度的去极化, 才能解除Mg2+的阻滞作用, 使Ca2+进入突触后膜。通过NMDA受体通道进入细胞是LTP产生的关键, Ca2+作为诱发LTP的初始信号, 一方面可激活由蛋白激酶C介导的启动过程, 触发LTP的产生;另一方面还可以激活钙-钙调素蛋白依赖性激酶Ⅱ, 进一步激活逆行性信使一氧化氮, 而逆行性信使能通过突触后及反向扩散到突触前膜, 激活蛋白激酶C, 对LTP产生效应, 被激活的蛋白激酶C不仅可以加强钙依赖性谷氨酸的释放, 提高突触后膜对递质的敏感性, 使突触后细胞兴奋, 而且还能使Ca2+通过电压依赖性通道, 进入细胞直接激活或由其激活的第二信使, 释放一种逆行可塑性因子, 在细胞内, 蛋白激酶C可使蛋白磷酸化, 促使从突触后细胞逆行弥散至突触前终末, 可激活那里的第二信使, 促使更多的新蛋白合成, 导致突触后神经元产生长时程增强, 形成某种运动技能的学习和记忆。
4 结语
随着对BDNF的进一步研究, 对BDNF的功能和生理机制进一步的阐述, BDNF越来越受到关注。BDNF不仅在神经系统发育过程中维持神经元的功能, 而且是突触活动、神经元连接与突出可塑性的调节因子。能修复损伤后的神经元以及防止神经元细胞的退行性变化, 还参与LTP的形成和维持, 通过LTP影响运动机能的学习与记忆。随着对BDNF和LTP的研究进一步深入, BDNF参与调节LTP的确切机制将逐步被阐明。
参考文献
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调节因子 篇7
1 材料与方法
1.1 药品与试剂
海带多糖为本实验室自行提取[5],用生理盐水稀释备用;肾上腺素(adrenalin,Adr)、血管性假血友病因子(Von Willebrand factor,v WF)检测试剂盒系武汉华美公司产品。一氧化氮(NO)试剂盒购于Cayman Chemical Company;内皮素(endothelin,ET)、6-酮-前列环素F1α(6-Keto-PGF1α)、血栓素B2(thromboxane B2,T×B2)试剂盒购于北方放射免疫生物技术公司。苯肾上腺素(phenylephrine,PE)、去甲肾上腺素(norepinephrine,NE)购于上海禾丰制药有限公司;乙酰胆碱(acetylcholine,Ach)购于上海三爱思试剂有限公司。雄性SD大鼠(200~250 g)由广西医科大学实验动物中心提供。
1.2 仪器设备
i MARK型全自动酶标仪,美国Bio Rad公司;γ放射免疫计数器,合肥众成机电技术开发有限公司;张力换能器及Powerlab/4sp生物信号采集处理系统,埃德仪器国际贸易有限公司。
1.3 方法
1.3.1 心理应激大鼠模型的复制
将大鼠随机分为对照组、模型组、海带多糖低剂量组(LP-L组)、海带多糖高剂量组(LP-H组)、低分子肝素组。药物组分别腹腔注射海带多糖(1 mg/kg或5 mg/kg)或低分子肝素(1 IU/kg),对照组和模型组同法注射等量生理盐水,每日2次,连续10 d。对照组大鼠群居饲养,不给予情绪应激,其余各组复制愤怒心理应激模型[6,7]。
1.3.2 大鼠血浆肾上腺素、v WF、NO、ET、6-Ke-to-PGF1α、T×B2水平检测
取血抗凝后3 000r/min离心10 min,取上清-80℃存放。分别以化学法和放射免疫法检测血浆中肾上腺素、v WF、NO、ET、6-Keto-PGF1α、T×B2的水平。
1.3.3 胸主动脉环的制备及血管环舒张实验
各组大鼠取血后迅速取其胸主动脉,置于预先氧饱和的4℃K-H液中,制成3 mm宽的血管环,并放入含K-H液(37℃恒温,并持续通入95%氧气和5%二氧化碳的混和气体)的浴槽内,用2个L型不锈钢小钩小心贯穿入血管环管腔,一端固定与浴槽底部,另一端通过丝线链接于张力换能器。血管环在0.5 g张力下稳定30 min后给予1.5 g张力平衡90 min开始实验,期间每15 min换K-H液1次。平衡后予以10-6mol/L PE预收缩至最大收缩张力并稳定后,先后分别加入累积浓度Ach(10-8~10-4mol/L)和NE(10-9~10-5mol/L),记录血管环的张力,分别记录血管环的舒张张力和收缩张力,并计算血管舒张百分比和收缩百分比[8,9]。
1.4 统计学处理
采用SPSS13.0统计软件进行统计分析,所有数据采用均数±标准差表示,组间比较用单因素方差分析,以P<0.05为组间差异有统计学意义。
2 结果
2.1 心理应激后各组大鼠的血浆肾上腺素水平
与对照组比较,模型组、LP-L组、LP-H组和低分子肝素组血浆肾上腺素水平明显增高(P<0.05);与模型组比较,LP-L组、LP-H组和低分子肝素组的血浆肾上腺素水平差异无统计学意义(P>0.05)。见图1。
2.2 海带多糖对心理应激大鼠血浆中v WF水平的影响
与对照组比较,模型组、LP-L组血浆v WF水平明显增高(P<0.05);与模型组比较,LP-H组的血浆v WF水平显著降低(P<0.05)。见图2。
2.3 海带多糖对心理应激大鼠血浆中NO、ET的影响
1)与对照组比较,P<0.05;2)与模型组比较,P<0.05
与对照组比较,模型组血浆NO水平显著降低,血浆ET水平显著升高,NO/ET比例显著降低(P<0.05)。与模型组比较,LP-H组血浆NO水平显著升高,血浆ET水平显著降低,NO/ET比例显著升高(P<0.05)。见表1。
注:1)与对照组比较,P<0.05;2)与模型组比较,P<0.05
2.4 海带多糖对心理应激大鼠血浆中6-Keto-PG F1α、TXB2的影响
与对照组比较,模型组血浆6-Keto-PGF1α水平显著降低,6-Keto-PGF1α/T×B2比例显著降低(P<0.05)。与模型组比较,LP-H组血浆6-KetoPGF1α水平显著升高,6-Keto-PGF1α/T×B2比例显著升高(P<0.05)。各组间TXB2比较差异无统计学意义(P>0.05)。见表2。
注:1)与对照组比较,P<0.05;2)与模型组比较,P<0.05
2.5 海带多糖对心理应激大鼠离体血管环内皮依赖性舒张反应的影响
与对照组比较,模型组、LP-L组和低分子肝素组对累计剂量乙酰胆碱(Ach)诱导的血管内皮依赖性舒张反应显著降低(P<0.05)。与模型组比较,LP-H组血管内皮依赖性舒张反应明显增高(P<0.05),LP-L组和低分子肝素组与模型组比较差异无统计学意义(P>0.05)。见图3。
2.6 去甲肾上腺素对血管环收缩反应的影响
与对照组比较,模型组对去甲肾上腺素(NE)诱导的血管内皮依赖性收缩反应显著增强(P<0.05),其余各组差异无统计学意义(P>0.05);与模型组比较,LP-H组血管内皮依赖性收缩反应显著减弱(P<0.05),LP-L组和低分子肝素组与模型组比较差异无统计学意义(P>0.05)。见图4。
注:1)与对照组比较,P<0.05;2)与模型组比较,P<0.05
1)与对照组比较,P<0.05,2)与模型组比较,P<0.05
3 讨论
本研究采用的动物模型参考了MEGAN[6,7]的实验方法,实验大鼠长期孤独饲养而具有攻击性,能够本能地对侵入者发起攻击从而保卫自己的领地,产生愤怒心理和行为。该模型躯体刺激已减少到极小,主要是心理应激成分在起作用,是一种更接近人类发怒的愤怒动物模型[10]。应激时交感神经兴奋,下丘脑-垂体-肾上腺轴和肾素-血管紧张素系统引起各种应激激素如肾上腺素、皮质醇等的释放。本研究中发现肾上腺素、皮质醇升高,与KATZ等[11]报道研究相似,说明本研究应激模型复制成功。
v WF是由血管内皮细胞和巨核细胞产生的一种糖蛋白,当血管内皮细胞受损,v WF合成增加并大量释放入血,使血浆v WF浓度升高[12]。本研究显示,模型组血浆v WF水平明显增高,提示心理应激可能导致了大鼠血管内皮细胞的损伤。通过海带多糖干预,大鼠血浆中v WF水平明显降低,说明海带多糖对心理应激导致的血管内皮细胞的损伤具有一定的保护作用。
血管内皮细胞可分泌多种血管舒缩因子如NO、ET、T×A2和PGI2等,以调节血管正常的舒缩状态,从而维持基础张力的稳定[13]。NO是内源性血管舒张因子的主要活性成分,参与维持内皮依赖性舒张活性;防止内膜形成血栓等。ET是目前认为收缩血管最强的因子,当血管内皮细胞释放NO减少时,又可进一步促进内皮细胞合成释放ET增加,从而导致NO/ET比例失调,导致血管收缩功能障碍[14,15]。VEC合成的另一对调节血管张力的细胞因子是T×A2和PGI2,二者在血液中不稳定,检测其代谢产物T×B2和6-keto-PGF1α能较好地反映体内前者的水平。T×A2则具有促进血小板聚集和引起血管收缩的作用,PGI2具有强烈的抑制血小板聚集和舒张血管的作用。NO/ET、6-keto-PGF1α/T×B2之间的平衡被打破从而导致血栓形成和血管痉挛的发生,成为冠状动脉粥样硬化性心脏病心绞痛发生的另一重要因素[16]。本研究显示,模型组血浆NO、6-ketoPGF1α水平显著降低,ET水平显著升高,并且NO/ET、6-Keto-PGF1α/T×B2比例显著降低,说明心理应激造成的内皮损伤导致血管的舒缩因子释放失衡,其原因可能是由于肾上腺素分泌增多,肾上腺素在A型单胺氧化酶作用下,脱氨生成甲醛、过氧化氢和氨[17,18,19]等毒性产物,对内皮细胞产生氧化损伤。而海带多糖干预后,血管内皮释放的NO、6-keto-PGF1α水平显著升高,ET水平显著降低,NO/ET-1、6-Keto-PGF1α/T×B2比例显著升高,提示海带多糖可能通过保护血管内皮细胞维持血管舒缩因子的释放平衡。
Ach通过作用于内皮细胞,使其合成和释放NO增加,引起邻近的血管平滑肌松弛。NE也可以刺激内皮细胞释放NO,从而调节血管的收缩[20]。离体胸主动脉血管环实验也说明,心理应激导致大鼠血管环内皮依赖性舒张反应降低,内皮依赖性收缩反应增强,这可能与心理应激导致大鼠血管内皮细胞损伤,从而使其释放内皮源性舒缩因子失衡有关,而海带多糖能够有效地维持血管环的内皮依赖性舒缩反应,进一步说明海带多糖对血管内皮细胞的保护作用能够维持血管舒缩因子的释放平衡,从而维持血管的舒缩功能。低分子肝素对内皮细胞具有一定的保护作用[21],但本研究显示其对心理应激所致的血管内皮细胞损伤的保护作用弱于海带多糖。
综上所述,心理应激导致血管内皮细胞的损伤,使血管内皮释放舒缩因子NO/ET、6-Keto-PGF1α/T×B2失衡,导致了血管内皮依赖性舒缩反应异常。海带多糖能够调节内皮舒缩因子释放平衡,从而维持了正常的血管内皮依赖性舒缩反应,能够保护心理应激诱导的血管内皮细胞损伤。
摘要：目的 探讨海带多糖对心理应激大鼠血管内皮细胞释放血管舒缩因子的调节作用。方法 采用心理应激方法复制血管内皮损伤模型,大鼠随机分为对照组、模型组、海带多糖低剂量组(LP-L组)、海带多糖高剂量组(LP-H组)及低分子肝素组。造模后取血,用ELISA法检测血浆肾上腺素、血管性血友病因子(vWF)、一氧化氮水平,用放射免疫计数法检测血浆内皮素(ET)、6-酮-前列环素F1α(6-Keto-PGF1α)、血栓素B(2T×B2)水平,用离体胸主动脉环实验观察血管内皮依赖性舒缩反应。结果 与对照组比较,模型组、LP-L组、LP-H组及低分子肝素组血浆肾上腺素水平显著升高;LP-H组血浆NO、6-Keto-PGF1α水平显著升高,血浆vWF、ET水平显著降低,血管环内皮依赖性舒缩功能明显改善。结论 海带多糖可以调节血管内皮细胞舒缩因子的释放,该机制与其保护血管内皮细胞的作用有关。