水通道蛋白（共8篇）
水通道蛋白 篇1
水是生命代谢过程中的重要物质, 是构成所有活细胞的主要组成成分。水的跨膜转运是生物体最基本的生命活动之一。一直以来, 水的转运被简单的解释为单纯扩散。但后来发现红细胞及近端肾小管对渗透压的改变引起水的通透性很高, 很难以单纯扩散来解释。故生理学家与肾病学家提出, 在这些组织中可能存在某种功能性水通道。
1水通道蛋白的结构、分布及调控
1991年, Arg等完成了对AQP1的克隆和鉴定, 从而确定了细胞膜上存在转运水的特异性通道蛋白。迄今为止, 已经从哺乳动物组织中鉴定出了13种水通道蛋白, 即AQP0、AQP (1～12) , 称为水通道蛋白家族。
1.1 水通道蛋白的结构
水通道蛋白家族成员不仅存在于哺乳动物组织中, 也存在于植物及微生物中, 由250～290个氨基酸组成。AQP的不同成员间的基因序列具有一定的同源性, 其差别主要存在于N端和C端。AQP是一种相对分子量为30KD的糖蛋白。其一级结构含6个跨膜区段并由5个环相连, 含有2个胞内环 (B、D) 和3个胞外环 (A、C、E) 。B环和E环为疏水性环, 其余为亲水性环。AQP整条分子前后两部分在序列上相似, 在膜上呈180°对称镜像结构, 接近氨基端和羧基端的B环和E环各有由3个氨基酸 (天冬氨酸-脯氨酸-丙氨酸) 组成的基元, 这是该蛋白家族成员具有高度同源的特征性结构, 并推断AQP的构成呈沙漏模式。其二级结构由40%的α-螺旋和42%～43%的β-片层及转角构成。它的三级结构以四聚体形式存在, 每个单体都是独立的功能性水通道, 在膜上处于反向相对位置的B环和E环对构成功能性水选择性通透十分重要, E环和B环呈显著疏水, 它们的任何变异都会引起水通道活性的下降。
1.2 水通道蛋白的分布及调控
水通道蛋白广泛分布于机体组织细胞中, 尤其与液体分泌和吸收有关的上皮细胞和内皮细胞含量丰富, 参与水的分泌、吸收及细胞内外水的平衡。它的调控机制大致分为2种, 一种是通过调节水通道蛋白的活性来调节它的功能;另一种是通过改变细胞膜上AQP的含量来调节水的跨膜流动。机体在特定的状态下, 某些因素可以通过一系列化学作用从而改变水通道蛋白的活性, 其中磷酸化和酸碱度的改变是最常见的引起AQP结构改变的因素, 从而调节AQP的活性。研究表明, AQP1、AQP2、AQP4、AQP5等水通道蛋白上的丝氨酸磷酸化可增加膜对水的通透性。此外, 发现至少有3种哺乳动物的水通道蛋白的活性为pH值所调节, 其表现主要是随着pH值的改变, AQP的活性增高或下调, 出现对水或甘油等小分子物质通透的选择性。另外, 机体内部理化性质的改变可引起细胞膜上AQP含量的改变, 从而对水代谢起调控作用。AQP5在高渗环境中被诱导表达, 皮质类固醇可诱导AQP1, 血管活性肠肽调节人结肠AQP3的表达, Ca2+可调节AQP0的水通透性。
2水通道蛋白在胎盘、胎膜组织的表达
正常的羊水循环对胎儿的生长和发育是必不可少的, 羊水过多或过少都会增加胎儿的畸形率和病死率, 胎儿的肾脏和肺是羊水的主要来源。另外, 胎儿吞咽羊水及羊水膜内转运的吸收方式被认为是羊水重吸收的关键调控方法。近年的研究表明, 羊水的膜内吸收即羊水通过胎盘胎儿面的羊膜、绒毛膜转运到胎儿血循环中, 是调节羊水平衡的根本途径之一[1]。但迄今为止, 关于水的跨绒毛膜吸收的分子学及细胞学机制仍未明确。研究水通道蛋白在胎盘胎膜上的表达及影响因素, 对了解羊水循环及调控进而寻找与之相关的妊娠期疾病的发病原因, 选择针对性的治疗方法具有重大意义。
水通道蛋白是一种能够加强水跨膜通透能力的膜蛋白, 参与多种水代谢的调控。Hasegawa等[2]研究表明在大鼠的胎盘上有AQP1表达, 而Johnston等[3]研究发现AQP1在羊的胎盘及绒毛膜内皮细胞上均有表达, 而胎盘和绒毛膜内皮上未发现;同时发现AQP3在羊的胎盘及绒毛膜上皮细胞上表达, 在羊膜则未表达。Wang等[4]通过人及动物实验的研究发现, AQP8在人和羊[5]的胎盘、羊膜、绒毛膜上均有表达。Liu等[6]研究表明, 在人和羊的胎盘AQP1、AQP3、AQP8均有表达, AQP1主要表达在血管系统, 而AQP3和AQP8表达在滋养细胞。并且, 在羊胚胎的发育过程中, AQP的表达水平高峰与羊水最大循环量的时期一致。Wang等[7]等用RT-PCR及North分析研究发现, AQP9在羊的孕早期的羊膜和尿囊表达, 并且以免疫组化方法证实, 表达于羊膜和尿囊的上皮细胞, 同时指出了AQP9作为水及包括尿素在内的中性小分子物质通道的功能。最近, 张睿等[8]用RT-PCR方法对正常足月妊娠的羊膜和绒毛膜的AQP1、AQP3、AQP8、AQP9进行测定发现, 4种AQP均有表达, 提示它们均为介导羊水通过膜内途径重吸收的重要通道, 在羊水量和成分的平衡调节中发挥作用。
3水通道蛋白与妊娠相关疾病
3.1 水通道蛋白与妊娠羊水量异常
妊娠期间, 母体、羊水及胎儿体液循环保持着水和电解质的双向交换, 使羊水循环维持平衡状态。适量的羊水可保证胎儿在羊水中自由活动, 免受挤压, 防止子宫压迫引起的胎儿畸形, 避免子宫或胎儿对脐带压迫导致的胎儿窘迫, 尤其减轻分娩时造成的胎儿缺氧及母体不适。同时, 它也是胎盘功能良好的表现。因此, 正常的羊水量对维持胎儿的生长发育是非常必要的。羊水量异常包括羊水过多和羊水过少。羊水过多的发病率约为0.2%～1.6%, 而羊水过少的发病率达8%～38%。羊水量的异常, 无论是羊水过多还是过少, 都将导致围生儿发病率和病死率明显升高。迄今为止, 发生羊水量异常的分子病理机制并不清楚, 且无确定有效的方法预防和治疗。
自从2000年Johnston等[3]研究发现胎盘胎膜上有AQP1和AQP3表达后, 陆续多次研究分别证明了AQP1、AQP3、AQP4、AQP8、AQP9在胎盘、胎膜有所表达。从而提出, 水通道蛋白与羊水的循环存在某种必然联系。Beall等[9]对妊娠10～19d小鼠的AQP0～10和羊水量相关性研究中发现, 胎盘和胎膜上可见AQP1、AQP3、AQP8、AQP9的表达, 未见其他AQP的表达。AQP1主要在胎盘血管表达, 而AQP3主要在胎盘滋养细胞表达。羊水量的多少与胎膜的AQP1的表达和AQP1、AQP9的表达呈负相关, 而与胎盘AQP3的表达呈正相关。认为AQP1主要调节羊水通过胎膜的水流量, 而AQP3主要是调节母体循环通过胎盘的水流量。Mann等[10]通过敲除AQP1基因建立了小鼠羊水过多模型, 发现敲除AQP1基因的小鼠在妊娠16～19d的羊水量较对照组明显增高, 同时羊水渗透压明显下降, 而胎盘和胎儿的重量无明显差异。虽然AQP1在肺和肾近曲小管均有表达, 但AQP1基因敲除并不会引起肺中肺泡液的清除率发生改变, 同时妊娠<20d的大鼠肾中AQP1 mRNA和蛋白质的表达水平均很低。因此推测, AQP1基因敲除后的妊娠小鼠的羊水过多的原因是由于羊水膜内转运途径减少而导致稀释的羊水显著增加, 提出特发性的羊水过多可能是由于胎膜的AQP1表达减少所致。Shioji等[11]用FGF2α受体缺陷小鼠建立了羊水过少模型, 通过免疫印迹和免疫组化方法进行研究, 发现出现羊水过少的时间约为孕20d, 指出孕20d是判定羊水过少模型的合适时间。并通过研究表明随着羊水量明显减少, 羊膜中AQP8的表达也明显减少。同时推测, 羊膜中AQP8的减少可能是胎盘老化所致, 也可能是随着羊水减少, 为维持羊水平衡而下调AQP8的表达。认为羊膜中AQP8的表达对羊水量的调节起重要的作用, 尤其是在羊水过少时。
但是, 关于水通道蛋白对羊水量异常的调控机制和方式有其不确定性。目前, 尚无足够的证据证明某种AQP是羊水量异常的发生的初始原因。虽然Beall等[9]证实胎盘AQP9的表达与羊水量呈负相关, 但最近Damiano等[12]在对AQP9的表达与尿素通过胎盘的量明显相关, 而与胎盘的水流量无关。Mann等[13]对妊娠37～40周的孕妇AQP1 mRNA表达的研究中发现, 羊水过多的孕妇胎膜AQP1的表达较羊水量正常的孕妇并未下降, 而是明显增加, 尤其是在羊膜, 其表达量增加达33倍。从而, 认为AQP1的表达改变不是引起羊水过多的原因, 而是羊水过多后的一种生理性的代偿反应。
3.2 水通道蛋白与妊娠高血压综合征
妊娠高血压综合征是妊娠期特有的疾病, 常发生于妊娠20周以后, 是引起孕产妇及围生儿死亡的主要原因之一。其主要表现有高血压、蛋白尿、水肿及心脑血管和肝肾等多脏器功能受损引起的病理改变。近年来, 妊娠高血压综合征的病因学研究已经从细胞病理、生化代谢的研究进入了分子生物学研究阶段, 并提出了多种学说解释其发病机理, 但至今其病因仍未能完全明确, 妊娠高血压综合征的发生与水通道蛋白是否有相关性及相关程度仍有待于进一步证实。
Damiano等[12]分别取正常妊娠和子痫前期患者的胎盘组织, 用RT-PCT、免疫组化等方法进行AQP9的鉴定, 结果发现胎盘上AQP9的表达, 子痫前期患者要比正常的孕妇高2.5倍, 而且Damiano通过免疫组化方法证实, 在子痫前期的胎盘中AQP9不仅存在于膜顶端和基底膜, 而且存在于胞质区域。Damiano研究发现, 在正常的胎盘对水的吸收速度为76pmol·g-1·m-1, 且可被Hgcl2所阻断;而子痫前期的患者胎盘对水的吸收速度要低于正常的胎盘而且对于Hgcl2的阻断不敏感。同时, 甘露醇的吸收与水的吸收一致。从而提出, 在子痫前期患者的胎盘上可能存在AQP9对水和甘露醇调控功能的下降或缺失。
3.3 水通道蛋白与宫颈成熟度
宫颈是由大约10%～15%的具有潜在的含有丰富的氨基葡聚糖和蛋白多糖的胶原纤维束为基质的平滑肌组织构成。这种胶原纤维束和氨基葡聚糖的相互作用, 在妊娠期间保持胎儿的宫内生长提供了重要的结构和机械强度。如改变宫颈的结缔组织, 例如:重组胶原网, 增加宫颈的水容量, 通过增加相关的透明质酸及降低硫酸软骨素和皮肤素来转换氨基葡聚糖的组成, 将会发生在妊娠期间如分娩过程一样的宫颈扩张。在不同的物种, 妊娠晚期都会出现为分娩做准备的宫颈的水容量的增加。Anderson等[14]通过对妊娠小鼠的宫颈水容量的监测发现, 同未孕小鼠和妊娠12d以前的小鼠相比, 在妊娠12～15d, 宫颈水的含量明显增加, 并且在15～19d保持持续的高水含量状态。至产后1d, 小鼠宫颈的水含量恢复到未孕状态。相比而言, 子宫的水含量在整个孕期保持平衡。
Anderson等通过对妊娠15d、19d、产后1d的小鼠的水通道蛋白在宫颈的表达的研究。结果表明, AQP3、AQP5、AQP8在3个时期均有表达:AQP3在未孕及中期妊娠的子宫颈表达较低, 在胚胎19d及产后1d存在表达高峰。AQP5和AQP8在胚胎12～15d表达明显增加, 但在胚胎19d及产后1d下降至基线水平;在妊娠15d和产后1d, AQP4在荧光纸上仅见轻微条带而在妊娠19d的时候不能出现, 但在分娩时却表现出一个很小的上升趋势;AQP7、AQP9可同时在妊娠15d的宫颈上表达, 但AQP7的条带在剩余的2个时间点都非常微弱而AQP9在妊娠19d及产后1d不能够被检测。并且, 无相关证据表明宫颈上有AQP1、AQP2、AQP6等表达。同时, Anderson等证实, AQP3主要表达于宫颈上皮细胞的基底细胞层, 而AQP4、AQP5和AQP8主要表达于顶端细胞层。由于类固醇5-a还原酶1类基因缺失而是宫颈延迟重塑的小鼠在妊娠19d及产后1d, 其AQP3、AQP4、AQP5、AQP8水平明显减少。脂多糖 (LPS) 导致早产的妊娠妇女与孕足月自然分娩的母鼠在孕期AQP4、AQP5和AQP8的表达方面有类似的趋势。从而证明, 在鼠妊娠及分娩期间, 水通道蛋白帮助其调节宫颈液体平衡。
3.4 水通道蛋白与妊娠期糖尿病
AQP9在肝脏中表达最多, Caperna等[15]的研究揭示, AQP9可能是甘油的通道, 参与饥饿时糖原的分解。通过对链脲霉素诱导的糖尿病小鼠模型进行研究发现, 在饥饿状态下和1型糖尿病中AQP9的基因表达增加, 提示AQP9参与糖代谢和胰岛素抵抗[16]。Ma等[17]对AQP3缺失的小鼠进行研究, 发现表皮对水、甘油的通透性下降, 皮肤的水合作用减弱, 从而是皮肤弹性减弱、屏障功能和愈合能力下降。Landiev等[18]用Wistar小鼠建立实验糖尿病模型, 发现对照组AQP4通过神经胶质细胞在视网膜内侧表达, AQP1主要通过无长突细胞在细胞膜外侧表达, 而糖尿病组AQP1在视网膜的最内层的胶质细胞强表达, 被AQP4包围的表浅的视网膜血管在糖尿病组视网膜中则被AQP1包围。这些改变给糖尿病引起羊水量异常的研究提供了借鉴。
水通道蛋白 篇2
目的 丙泊酚具有脑保护作用,其分子机制尚不清楚.水通道蛋白4 (aquaporin 4,AQP-4)与脑损伤后脑水肿有关.文中探讨大鼠脑缺血-再灌注损伤后AQP-4基因的表达规律及丙泊酚的作用.方法 雄性SD大鼠108只,体重(220±20)g,随机等分为3组,即假手术组:仅开颅,不做缺血再灌注处理;缺血再灌注损伤组(I/R组);丙泊酚组:I/R组、丙泊酚组经右股静脉置管后分别用微量泵持续给予等渗盐水2?ml/(kg・h)和丙泊酚20?mg/(kg・h),在大脑中动脉阻断前开始用药,至再灌注3?h后停止给药,各组又分为缺血2?h后再灌注0.5、1、3、6、12及24?h 6个亚组,每亚组6只大鼠.测定各组大鼠脑含水量,分别用RT-PCR和Western blot检测脑内各时相点AQP-4的mRNA和蛋白水平.结果 再灌注后3?h开始,脑组织含水量即有增加.与I/R组相比,再灌注损伤后3、6、12及24?h 丙泊酚组脑组织含水量均明显下降(P<0.05或0.01) .脑缺血-再灌注损伤后,脑组织AQP-4 mRNA表达升高(P<0.05或0.01),于12?h达峰值,而蛋白则于6?h达峰值.再灌注后24?h AQP-4 mRNA表达仍明显高于假手术组.与I/R组相比,丙泊酚组各点AQP-4 mRNA和蛋白的.表达均明显下降(P<0.05或0.01).结论 丙泊酚可部分抑制脑缺血-再灌注损伤后AQP-4的表达,减轻脑水肿,可能是其脑保护作用机制之一.
作 者：水祥兵 朱克军 任传路 缪明永 时多 SHUI Xiang-bing ZHU Ke-jun REN Chuan-lu MIU Ming-yong SHI Duo 作者单位：水祥兵,朱克军,任传路,SHUI Xiang-bing,ZHU Ke-jun,REN Chuan-lu(解放军第一00医院麻醉科,苏州,215007)
缪明永,时多,MIU Ming-yong,SHI Duo(第二军医大学生化教研室,上海,33)
水通道蛋白4的研究进展 篇3
1 AQP4基本结构及分布
AQP4基因位于人类染色体18q11.2与q12.1的连接处,包含4个外显子,负责127、55、27、92位氨基酸序列的编码,3个内含子位于其间。从结构上看,其包括6个跨膜结构和A、C、E 3个细胞外环和B、D 2个细胞内环。AQP4的四级结构是由相对分子质量约34 KD的4个具有独立活性的且均含有6条疏水性跨膜结构的单体组成的四聚体,每个单体的6条疏水性跨膜结构形成类似沙漏的水通道,仅允许单线通过1个水分子。
AQP4主要分布于中枢神经系统的星形胶质细胞、脉络丛上皮细胞、室管膜上皮细胞等支持细胞中,并大量表达在星形胶质细胞足突、胶质界膜、软脑膜及室管膜与其下星形胶质细胞的空隙中,目前尚未发现其在兴奋性细胞中表达[1]。此外,AQP4呈极性分布于星形胶质细胞足突上,锚定蛋白和细胞周围环境对其这种分布起到了一定的作用[2]。由此可以简单的通过AQP4的分布及表达特点推断其与中枢系统的水平衡有关。
2 AQP4与Kir4.1
内向整流钾离子通道4.1(Inwardly rectifying K+channel,Kir4.1)是中枢神经系统的一种膜蛋白,其具有内向整流的特点并能通过调节胞外过高的钾离子浓度而维持内环境的稳态。其主要分布在胶质细胞、软脑膜、室管膜、视网膜Müller细胞等等。
研究表明,AQP4与Kir4.1在结构和功能上均存在共耦联的关系,两者的C末端均通过α-syntrophin的PDZ结构域锚定在胶质细胞的细胞膜上,AQP4表达的变化可以影响细胞内外水分子的运动,进而导致Kir4.1对钾离子通透性的改变,出现相应的电位变化。病理状态下,在颞叶癫痫患者的海马组织中发现AQP4的表达明显升高而Kir4.1却表达下调,钾离子平衡破坏,AQP4和Kir4.1的锚定蛋白复合体功能受损[3],提示两者可能通过功能耦联共同参与了癫痫的病理过程。虽然大部分研究肯定了AQP4与Kir4.1在功能上的耦联关系,但仍有些学者对此提出了怀疑,认为胶质细胞中Kir4.1介导的K+的摄取功能与AQP4没有联系[4]。目前来说,两者之间的作用机制及是否存在相互作用还有待于进一步研究。
3 AQP4与脑水肿
人体中60%的成分是水,尤其在脑组织中其所占比例更是高达70%,脑水肿即由于各种致病因素的影响使水分在脑组织中过多存在的病理现象,直接导致脑组织容量扩增,继而提升颅内压,使临近脑组织受压并进一步加重脑水肿,最终因这种恶性循环导致脑疝,危及患者生命,因此脑水肿是各类脑部疾患致残致死的根本所在。自1966年,Klatzo提出血管源性和细胞毒性两种脑水肿的分类方法以来,人类对脑水肿的研究从未停下脚步,随着分子、生化等各相关领域研究的不断深入,对脑水肿的分类又提出了新的见解,并将其分为血管源性、细胞性、脑积水性及渗透性四类普通脑水肿以及缺血性、粒细胞性、离子性三类特殊类型脑水肿。各类脑水肿在脑部疾病的演变过程中,既能共存,又能互变。大量研究表明,AQP4表达升高是颅脑创伤引起脑水肿的主要原因,通过检测颅脑创伤后脑脊液中AQP4的水平,可以有效地评估脑水肿的严重程度[5]。而脑出血后的血肿周围水肿程度更是与AQP4基因的变异有独立的关联[6]。Manley等[7]通过敲除AQP4基因的大鼠制作大鼠水中毒模型,与普通大鼠制作的水中毒模型相比,其脑组织含水量更低,其围绕于血管周的星形胶质细胞足突的肿胀程度也更低。推测AQP4在脑水肿的发生、发展的过程中起到了促进的作用。
虽然支持上述结论的学者很多,但也有些学者提出了相反的结论,Bloch等[8]利用被敲除AQP4基因的小鼠和普通小鼠制备梗阻性脑积水模型,与普通小鼠比较,被敲除AQP4基因的小鼠颅内压升高更明显,脑水肿更严重,其生存率也明显降低。推测AQP4的表达对脑积水后的脑组织含水量增加起到了抑制作用。Tang等[9]利用被敲除AQP4基因的小鼠和普通小鼠制备脑出血模型,研究发现被敲除AQP4基因的小鼠在制模成功后,其脑水肿程度更高,意识障碍更明显。推测AQP4的表达在一定程度上抑制了脑水肿发展的病理过程。
诸多研究表明,AQP4的表达在细胞毒性脑水肿时起正向作用,而在血管源性脑水肿时却起反向作用。细胞毒性脑水肿时,血脑屏障未受到破坏,水分子通过AQP4进入脑组织,所以当AQP4的表达升高时,进入脑组织的水分就越多,造成的脑水肿就越严重。Papadopoulos等[10]提出,血管源性脑水肿时,AQP4的表达上调减轻了脑水肿的程度。这可能是因为破坏了血脑屏障,血清蛋白与等渗液为了适应流体静力压的变化而渗透到细胞间隙,造成细胞间隙的肿胀。因此血管源性脑水肿的形成没有AQP4的参与,但其发展过程中水分子的排出需要AQP4作为介导。所以AQP4在此过程中对脑水肿起到了抑制作用。
Karmacharya等[11]研究发现,在大鼠脑水肿模型中施加低强度超声波刺激,可以减少AQP4的局部聚集,与对照组比较可以明显减少脑组织含水量以及AQP4的表达。其他方面如:亚低温治疗、去骨瓣减压、地塞米松等治疗方法均能通过抑制AQP4的表达减轻脑水肿,改善预后,提高其生存率。由此推测,以AQP4作为治疗靶点来减轻各种原因导致的脑水肿是切实可行的。
4 AQP4与脑肿瘤
脑肿瘤是指发生于颅腔内的肿瘤,WHO于2000年经过整理分类将神经系统肿瘤归纳为七大类,即神经上皮组织起源肿瘤、外周神经起源肿瘤、脑膜起源肿瘤、淋巴和造血组织肿瘤、生殖细胞起源肿瘤、鞍区肿瘤和转移性肿瘤。与其他部位的肿瘤相比,颅内肿瘤不论良恶性,均能挤占颅腔内脑组织的空间,造成占位效应对脑组织造成损害并危及生命。
胶质瘤是临床中神经系统发病率最高的原发性脑肿瘤,并多呈恶性侵袭性生长,手术全切率低且术后复发率高,需要术后配合放化疗及其他综合治疗,但目前在其治疗中仍然很艰难。Warth等[12]研究发现,在脑星形胶质细胞瘤中,AQP4的高表达和瘤周水肿的发生以及胶质瘤的恶性程度密切相关。另有研究表明,AQP4在脑肿瘤细胞中明显增多,以胶质瘤更为显著。其极有可能对肿瘤的生长有正性作用,促进病情的恶化。AQP4在胶质瘤细胞中具有抗凋亡的作用[13],除此之外,AQP4还可以促进胶质瘤细胞的迁移,这无疑将会促进肿瘤的生长并增加其侵袭性[14]。据此推测,人为地促使AQP4的表达下调可能对脑胶质瘤的发展有抑制作用[15]。
脑膜瘤为发病率仅次于胶质瘤的颅内肿瘤,多呈良性,隐匿发病且缓慢生长,早期多无明显症状。后期多以颅内压增高的症状表现,影像学检查多提示颅内肿块伴瘤周水肿,可见瘤周水肿对脑膜瘤引起的颅内压增高起到了重要的作用。目前脑膜瘤瘤周水肿的形成机制并不明了,可能与软脑膜供血、瘤脑界面的存在、脑膜瘤血管渗透性增加、脑膜瘤自身引流静脉的发育等等因素有关,而脑膜瘤中AQP4的表达与其周围的水肿有没有联系呢?有学者研究表明,AQP4主要表达于脑膜瘤的瘤体细胞膜上,其表达水平的高低与瘤周水肿的严重程度成正性相关,推测如果能够抑制肿瘤细胞的AQP4表达,就能控制瘤周水肿,即可减轻患者围手术期的颅内压增高症状,又可减少手术中脑膨出的风险,而且更容易在手术中分离肿瘤,减轻对脑组织的损害[16]。
颅内多发转移瘤系身体其他部位肿瘤转移至颅内所致,男性以肺癌转移多见,女性则多以乳腺癌转移多见,可以转移至颅内的任何部位。颅内转移瘤常常伴有瘤周水肿,且水肿大多十分严重,对患者的生活质量及治疗效果有重要的影响[17]。Zhao等[18]研究发现,在多发的脑内转移瘤的瘤周脑组织中含有大量的AQP4表达,而在瘤组织中却鲜有AQP4表达。在瘤周较远的脑组织中AQP4轻度染色,随着对肿瘤的不断靠近,其周围脑组织中的AQP4染色亦不断加深,推测AQP4表达与多发转移瘤周围脑组织的水肿密切相关且成正相关。因此,可以通过研究瘤周水肿的分子生物学机制为临床的治疗提供理论依据。
5 AQP4与抑郁症
抑郁症是心境障碍的最主要类型,多以持续情感低落为主要临床表现,自卑抑郁,甚至有自杀的想法及行为,患者常伴有思维迟缓、意志活动减退、认知功能损害以及睡眠障碍、食欲减退等一些躯体症状。目前抑郁症的病因并不完全清楚,其治疗多以药物治疗配合心理治疗,并积极创造良好环境预防复发。
正常成年动物海马区的海马齿状回颗粒细胞下区有成人神经干细胞存在,其不但具有自我更新及分化成多种神经细胞的能力,而且参与学习、记忆等脑的高级功能,其病理状态下再生能力的变化与多种神经系统疾病的发生发展密切相关。研究表明,抑郁症可以抑制海马齿状回颗粒细胞下区的神经再生功能,而AQP4在海马齿状回颗粒细胞下区呈高表达,并促进成人神经干细胞的增值分化以及海马神经再生。Jayatissa等[19]通过尸检抑郁症患者发现,其海马神经元胞体体积及神经纤维网均不同程度萎缩,推测抑郁症的发病机制可能与海马的器质性病变有关。而AQP4对抑郁模型大鼠海马区的内环境及神经元凋亡都具有调节作用,并且能通过对星形胶质细胞功能及海马神经再生的调节而影响抑郁症的病理过程[20]。因此,AQP4可能为今后抑郁症的治疗提供了新的方向。
6 AQP4与癫痫
癫痫是由于脑组织神经元高度同步的异常放电所导致的一组具有发作性、短暂性、重复性和刻板性特点的临床综合症。由于癫痫发作时放电神经元的位置及放电范围的不同,其导致的发作形式也是各不相同,治疗方法目前还是以药物治疗为主,对于药物难治性癫痫则考虑手术治疗。
近年来诸多研究发现,AQP4与癫痫的病理过程存在一定的联系,Binder等[21]研究发现,在敲除AQP4的癫痫大鼠模型癫痫发作时,无论是其抽搐程度还是抽搐的频率均比野生对照组大鼠明显降低。在癫痫的潜伏期中,AQP4位于近血管腔足突膜的密度明显低于位于远血管腔足突膜的密度[22],提示AQP4的分布改变与癫痫有关。研究发现,AQP4在星形胶质细胞大量分布,而这种分布的改变可以导致星形胶质细胞的水肿,并促使其内的谷氨酸盐释放,使胞外谷氨酸盐的浓度升高,激活神经元活动导致颞叶癫痫。Heuser等[23]从基因的水平上证实AQP4参与了癫痫的发作过程,但其详细机制有待于进一步研究。
7 小结与展望
目前来说,对于AQP4的研究已经不仅仅局限于其对水的转运作用,而是面向更多的研究方向。Ishiyama等[24]发现,梅尼埃病可以特异性的改变AQP4在支持细胞和线粒体蛋白的表达,因此通过检测AQP4表达量的变化对梅尼埃病的诊断具有极其重要的意义。Yasui[25]发现,AQP4在类淋巴系统紊乱过程中起到了关键作用,而未来通过研制抗AQP4药物就可以更好的治疗由于类淋巴系统通路功能紊乱导致的各种神经功能退化疾病及精神疾病。除此之外,AQP4还参与诸如脑部炎性疾病、视神经脊髓炎、阿尔茨海默病等等疾病的病理过程,本文在此不再一一详述。目前关于AQP4的基础研究虽然取得了很多的成就,但其临床转化率仍然较低,针对于以AQP4作为靶点在临床疾病的诊断治疗中的研究还少有报道,在今后的研究中,可以将AQP4更加的向临床靠近,研发出针对AQP4的治疗药物及诊断方法。
摘要：水通道蛋白4(AQP4)是一种与水的通透性有关的蛋白,主要存在于中枢神经系统,并广泛表达于中枢神经系统的星形胶质细胞、脉络丛上皮细胞、室管膜上皮细胞等支持细胞中,目前大量研究表明,AQP4不仅与脑水肿的发生发展密切相关,同时还参与多种神经系统疾病的病理过程,对临床神经系统疾病的诊断及治疗具有重要的意义,本文就AQP4与几种常见神经系统疾病的联系作一综述。
水通道蛋白 篇4
1 AQPs在水液转运和代谢中的作用
迄今为止, 从哺乳动物组织中克隆鉴定的AQPs已经有13种, 广泛分布于机体各种组织细胞中, 尤其是与液体分泌和吸收有关的上皮细胞及内皮细胞;并且研究发现其参与了机体水的分泌、吸收及细胞内外水的平衡等重要生理活动。它的发现为从分子水平揭示机体内水的转运和代谢机制提供了条件。近期研究发现AQPs的分布具有组织和细胞特异性, 参与了人体内多种重要的生理功能, 对维持人体正常生理状态具有重要作用, 例如:AQP0在晶状体纤维细胞中表达丰富, 与晶状体的透明度有关, 它的突变可能导致晶状体水肿和白内障, 小鼠缺乏AQP0将患先天性白内障[1];AQP1在胆管上皮质膜中有表达, 可能与其分泌功能有关[2];AQP2在肾中大量分布, 在调节肾脏水平衡中起重要作用;AQP5主要分布于各种腺体细胞, 与唾液分泌密切相关, 研究表明AQP5基因敲除小鼠唾液分泌明显减少[3], 并且AQP5还可能参与了肺内炎症时液体的异常转运[4]。
2 AQPs和脏腑功能的关系
中医学把体内一切正常水液称为津液, 包括各脏腑组织的内在体液和其正常分泌物, 如:唾液, 消化液, 泪液及尿液等。津液的生成、输布和排泄与各脏腑功能密切相关, 包括:肺、脾胃、肾、大肠和小肠等, 特别是肺脾肾三脏。《素问》曰:“饮入于胃, 游溢精气, 上输于脾, 脾气散精, 上归于肺, 通调水道, 下输膀胱, 水精四布, 五精并行”。中医学还认为津液是把各脏腑功能联系在一起的物质基础, 如果脏腑功能失调将影响津液的代谢, 破坏体内津液代谢的平衡, 正如《医学法律》所说“然则水病以肺脾肾为三纲矣”。津液代谢紊乱也必将进一步影响脏腑的功能, 《医学入门》所说“肺失宣降与通调, 则水不能布, 而致痰饮, 咳喘, 水喘”。津液的主要成分是水, 可以说无水则无津液, 现代医学认为水在体内的转运和代谢要通过AQPs, 可见津液代谢与AQPs密切相关, 而且AQPs在肺、消化系统和肾都有广泛表达, 说明AQPs可能和肺脾肾等脏腑功能密切相关, 研究生理状态下AQPs的分布和功能以及病理状态下AQPs的表达改变和机制, 将为中医学研究肺脾肾等脏腑功能提供新的思路和方向。
2.1 AQPs和肺主通调水道
肺位于上焦, 为水之上源, 主通调水道。通过肺的宣发和肃降对体内津液的输布, 运行和排泄起到调节作用。肺接受从脾转输而来的津液, 通过宣发作用输布至人体上部和体表, 通过肃降作用输布至肾和膀胱以及人体下部。因此肺的宣发和肃降不但能使水液运行的道路通畅, 还在维持机体水液代谢平衡中发挥重要的调节作用。如果肺的宣发和肃降功能异常, 则必然会影响机体水液代谢和平衡, 从而导致一些疾病的产生。如肺失清肃, 通调水道功能失司, 水液不行, 则聚而成痰, 停留于肺, 影响肺的呼吸功能;如果水液不能下输膀胱, 还能出现小便不利, 水肿等症状。由此可以看出肺在水液代谢的调节中起重要作用, 这可能和肺参与了体内AQPs的调节有密切关系, 王哲等[5]的关于实验性肺气虚证对大鼠肾组织AQP2的表达影响研究则为肺参与体内的AQP的调节提供了依据, 该研究表明肺气虚时, 肾脏AQP2表达增强。
2.2 AQPs和脾主运化
脾位于中焦, 为后天之本, 主运化水谷精微, 为体内津液代谢的枢纽, 能将津液上输于肺或直接布散全身, 以灌四旁。《太平圣惠方》“脾失健运, 则水湿内停, 而至水饮, 痰饮, 水泻”, 说明脾的运化功能与体内津液生成和输布也有密切相关。脾胃功能异常, 将导致体内津液代谢紊乱, 如《素问·至真要大论》所说“诸湿肿满, 皆属于脾”, 脾失健运, 水液停聚, 会形成水湿, 发为水肿, 并且脾虚时津液代谢紊乱形成的病理产物还会影响到其其它脏腑功能, 如肺的呼吸功能等。周正等[6]就从AQP4的表达变化探讨了脾胃湿热证的发生机理, 并证明AQP4的异常表达可能是脾胃湿热证的发生机制之一。王德山[7]等从脾虚大鼠结肠上皮细胞水通道蛋白8 (AQP8) 表达的变化探讨了脾虚泄泻的发生机制, 并认为AQP8表达下调可能是脾虚大鼠产生泄泻病理生理机制之一。这些研究都说明脾的运化功能与AQPs功能有内在相关性, 为今后脾的实质研究提供了新途径。
2.3 AQPs和肾主水
肾位于下焦, 《素问·逆调论》云:“肾者水脏, 主津液”, 在津液代谢中起主宰作用。肾主水液, 主要是指肾中精气的气化功能, 对于体内津液的输布和排泄, 维持体内津液代谢的平衡, 起着极为重要的调节作用。肾中精气的蒸腾气化作用是脾胃、肺等脏腑功能的动力, 推动了全身津液的输布。由肺下输至肾的津液, 通过肾的气化, 清者蒸腾, 经三焦上输于肺而布散全身, 浊者生成尿液注入膀胱, 排出体外。AQPs的正常表达可能是肾主水液的分子生物学基础[8], 肾阳对水液代谢的调节出现异常, 水通道蛋白表达异常可能是癃闭、淋证、水肿等水液代谢异常的发生机制。
3 AQPs和肺脾肾三脏功能相关性的关系
肺脾肾三脏在体内津液代谢中都有重要作用, 而且通过参与津液生成、输布与排泄, 把它们的功能密切联系在一起。某一脏腑的功能异常将会影响到全身的津液代谢, 也必将会影响到其它脏腑的功能, 如果能够从AQPs表达变化入手, 研究肺脾肾三脏在水液代谢中的作用及其相关性, 可能为肺脾肾三脏功能的相关性的研究提供新思路。如王哲等[5]的研究表明实验性肺气虚大鼠肾组织AQP2表达增强, 说明在机体水液代谢中, 肺和肾两脏相互配合, 共同维持水液代谢的平衡。如果肺失宣降, 通调水道失职, 将累及于肾, 而导致尿少, 甚至水肿。赵娴等[9]的研究也表明哮喘时肺失肃降状态下, 豚鼠尿液中AQP2的含量升高和肺的功能异常相关。
由此可见, AQPs在肺、消化系统和肾的正常表达可能是“肺主通调水道”、“脾主运化”和“肾主水液”的分子水平基础之一。通过研究AQPs的表达和调节机制, 将为揭示肺脾肾三脏的功能及其功能的相关性提供新途径, 为中医肺气虚证、脾气虚证、脾胃湿热证及肾虚证等证的本质研究提供新方向。
摘要：通过论述水通道蛋白和肺脾肾三脏在体内水液代谢中的作用, 探讨水通道蛋白和中医学肺脾肾三脏功能的内在相关性, 提出AQPs在肺、消化系统和肾的正常表达可能是“肺主通调水道”、“脾主运化”和“肾主水液”的分子水平基础之一。因此通过研究AQPs的表达和调节机制, 将为揭示肺脾肾三脏的功能及其功能的相关性提供新途径, 为中医肺气虚证、脾气虚证、脾胃湿热证及肾虚证等证的本质研究提供新方向。
关键词：水通道蛋白,肺,脾,肾
参考文献
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水通道蛋白 篇5
眼的许多功能, 包括角膜和晶状体透明性的维持、眼内压 (IOP) 恒定的调节和视网膜信号传导等都要依靠液体的跨膜转运来完成。维持角膜的透明性要求对角膜基质的含水量进行精确的调节, 眼内压恒定要求对房水的产生和排除进行调节。在眼内重要的液体调节包括睫状体和泪腺对液体的分泌;小梁网和视网膜色素上皮对液体的重吸收以及液体流入及流出角膜和晶状体等。快速的液体转运也可能发生于视网膜Muller 细胞和双极细胞的光-电信号转导。眼的液体转运可发生于由电解质转运引起的渗透性水转运, 如睫状体上皮和泪腺;或者是由流体静力压引起的透析和超滤, 如小梁网。现在已明确水通道蛋白可促进包括眼在内的许多跨屏障水转运。
1 AQPs在眼外组织中的功能
眼组织的AQPs在身体其他部位也有表达, 因此研究AQPs缺失鼠的表现型可以为揭示它们在啮齿类动物生理功能中的作用提供相当有用的信息:缺乏AQP1或者是AQP3 (主要在肾小管和微血管表达) 的大鼠会出现因尿的浓缩功能障碍而引起的多尿症 [3];最近发现人缺乏AQP1也会出现类似鼠的尿浓缩功能障碍[4];鼠缺乏AQP1也会出现明显的脂肪吸收障碍 (在肠乳糜管) [5]和痛觉敏感度降低 (定位在脊髓后角) [6];缺乏AQP3的大鼠 (在角质层) 会因皮肤水合作用减弱而致皮肤屏障功能受损[7];缺乏AQP4的鼠 (在脑的胶质细胞和内耳上皮) 会出现听力受损[8]和各种脑损伤后所引起的脑水肿减轻;AQP5缺乏 (在腺上皮) 会导致唾液产生缺陷[9]和支气管腺泡分泌减少。眼外组织AQPs缺失表型分析提供了AQPs参与眼生理功能的直接依据, 提示眼内睫状体上皮对水的分泌可能为AQP依赖性的, 而角膜和晶状体透明性以及视网信号传导可能也是如此。
2水通道蛋白在眼的分布
见表1。
如表所示, 有许多AQPs在眼的假定液体转运部位表达。AQP0 (也叫MIP) 主要表达在晶状体纤维, 其基因突变与人的遗传性白内障有关。AQP1最先经原位杂交显示位于睫状体上皮[10], 后通过免疫染色发现睫状体上皮和Schlemm管/小梁网高度表达AQP1。AQP3 和AQP4被克隆出来后很快即发现AQP3在眼的结膜表达, 而AQP4主要在眼的睫状体上皮和视网膜表达[11]。这些发现后来被许多实验室在包括人在内的多种啮齿类动物身上证实。还相继发现AQP5主要在眼的角膜和泪腺上皮表达[12];AQP9在视网膜Muller细胞表达[13]。AQPs在眼的分布模式为他们参与眼的功能提供了间接的证据:眼内压 (IOP) 的调节 (AQP1和AQP4) , 角膜和晶状体透明性的维持 (AQP0, AQP1和AQP5) , 视网膜信号传导 (AQP4) , 结膜的屏障功能 (AQP3) 和泪腺的分泌功能 (AQP5) 。通过对培养的角膜内皮细胞和睫状体上皮细胞AQP1的表达和功能的研究为他们参与眼的液体转运提供了更直接的证据。
3水通道蛋白与眼的功能
3.1 角膜和晶状体的透明性
角膜包含一个基质层和覆盖在它的外面与泪液相接触的上皮细胞层以及它内面的与房水相接触的内皮细胞层。角膜的透明性要求调节其含水量在78%左右, 如果角膜含水量改变则会影响对角膜透明性至关重要的胶原纤维的半径和均匀的间距大小[14]。角膜上皮和内皮包含有许多离子转运载体, 可以产生驱使水定向转运的渗透梯度。溶质的主动跨角膜内皮转运被认为对于抵消基质吸收水分的倾向, 维持角膜透明性是至关重要的。因为基质层含有高浓度的带负电荷的氨基葡萄多聚糖, 可产生50mm Hg左右的基质膨胀压, 所以基质层相对房水呈轻度高渗状态。角膜主要有AQP1和AQP5表达:AQP1在角膜内皮细胞, 而AQP5在角膜上皮细胞。有力说明了AQPs参与角膜水合作用的是AQP1敲除鼠的角膜厚度明显减小, 而AQP5敲除鼠的角膜厚度却增加[15]。AQP5表达于角膜上皮的鳞状细胞层, 为单层细胞。它提供了一个湿性表面, 是眼的最主要折射面。目前的研究认为角膜上皮的转运能力有限, 据推测上皮层的AQP3、AQP5以及基质层内的AQP1、内皮层的AQP1共同协调, 使水被快速转运, 阻止了由于渗透梯度形成的角膜水肿及透明性下降。也有报道, 角膜上皮和内皮细胞有AQP4表达, 但具体功能不明。
AQP0只表达于晶状体纤维细胞, 可能通过使晶状体纤维细胞增加细胞内水的摄入出境量而保持晶状体的透明性。晶状体纤维细胞和晶状体上皮细胞 (含有AQP1) 之间具有狭窄的间隙, 两者在功能上具有协作能力。在眼中, 当睫状肌舒缩以使光线透过角膜清晰成像于视网膜时, 晶状体的形状随之改变, 从而使晶状体纤维细胞两侧的渗透梯度发生变化。在流体静力压的驱动下, 水穿过了晶状体纤维细胞上的AQP0通道。有研究证明AQP0在小牛眼中以26kDa蛋白的形式存在, 而在成年牛眼中, 却有部分变成了22kDa的片段[16]。看来, AQP0随年龄的增长可能会发生变化, 由此推测其与白内障和老视的发生有关。 用反义AQP1探针发现晶状体表层也有强烈的杂交信号, 与AQP1抗体染色结果一致, 晶状体前层覆盖一功能尚不清楚的单细胞层, 这种水可通透性上皮层可能与表达AQP1的角膜内皮层能保持角膜透明的功能相似, 而有维持晶状体透明性的作用。
3.2 房水的产生及调节
AQPl存在于虹膜、睫状体和晶状体的上皮细胞。睫状体产生和分泌房水。房水是一种低渗的液体, 成分与脑脊液基本相同。眼房水的产生是一个主动过程, 一般认为是由面对后房的睫状突2层上皮细胞 (色素上皮细胞和非色素上皮细胞) 产生的。估计在渗透梯度压力的作用下, 每一睫状体上皮细胞每分钟将分泌出相当于其总容量1/3的液体。睫状突的突起结构与房水的连续产生有关。在睫状体面对后房的上皮层表面, 有强烈的杂交信号和抗体染色, 表明AQP1在非色素上皮中存在的数目要大于色素上皮细胞。 睫状体上皮含有许多酶 (Na+-K+-ATP酶、腺苷酸环化酶、碳酸苷酶) , 它们对房水的产生率有重要作用。按密度梯度分离的小牛色素上皮及非色素上皮, 有活性的Na+-K+-ATP酶大部分位于非色素上皮。免疫组化法显示Na+-K+-ATP酶的α1、α2、α3亚单位位于非色素上皮的基底侧。仅有少量的α1亚单位位于色素上皮层。最为重要的是房水的产生率与箭毒苷阻断Na+-K+-ATP酶活性呈反向相关[17]。由于转运Na+是最大的驱动力, 所以水的转运很可能主要位于非色素上皮。因此, AQP1对房水的产生有直接作用。其表达模式与肾近曲小管的表达模式相同, AQP1位于胞膜的顶端及基底膜, Na+-K+-ATP酶位于基底膜, 两处胞膜均负责等渗性水的重吸收。AQP1存在于Schlemm管内皮细胞、小梁网内皮细胞及巩膜网, 它在这些部位的特殊作用还不清楚, 但在内皮细胞的表达与毛细血管及静脉内皮不同。AQP1可能为其提供了一个高水平的渗透性, 允许水高效率的穿过这些障碍, 排入巩膜及色素膜血管, 例如角巩膜网包含许多相互联系的薄膜向角膜延伸, 这些薄膜含孔洞, 但洞的开放数目有限, 故房水必须运输一定的距离, 从一个孔洞进入另一个孔洞。AQP1可能为房水的流通提供了一个高效通路[18]。
虹膜的基本功能是控制总的进光量, 其后表面由2层内皮 (前色素层和后色素层) 构成。在后层, 抗体染色十分强烈, 这是因为其前后2层分别由睫状体色素上皮细胞层和非色素上皮细胞层延续而来。与之对应, AQP1在虹膜后色素层与在睫状体非色素上皮层的存在状况相似。尽管对于虹膜上皮的离子和液体转运还知之甚少, 但估计虹膜可能与调节房水的流量有关。
AQPs在眼中的分布提示它与一些疾病有关。青光眼可引起视野缺损甚至致盲, 这种疾病的特点是眼压增高, 可能是由于房水的重吸收环节出现异常所致。AQP1和AQP4分布在睫状体和小梁网, 可能介导房水的分泌和重吸收, 因此估计与青光眼的发生有关。
3.3 视网膜的兴奋性
AQP4表达在许多神经组织, 包括中枢神经系统的星型胶质细胞, 内耳的支持细胞, 视网膜Muller细胞和视神经的胶质细胞。 Muller细胞具有视网膜神经胶质细胞的特性, 表达电压依赖性通道及神经递质受体, 通过调整细胞外神经活性物质 (包括K+、谷氨酸、GABA、H+) 调节神经元活性。AQP4在视网膜Muller细胞中非常丰富, 这些细胞围绕并支持着光感受器细胞。因此, AQP4可能通过影响包绕光感受器的光感性水合作用而参与视觉活动。定量分析视网膜Muller细胞发现AQP4在足突膜较非足突膜有高浓度的表达, 提示AQP4参与了神经活动时其足突周围区的快速水转运, 对维持细胞外渗透性有重要意义。亦有假说认为AQP4参与了K+的虹吸, 因为在小脑及大脑部分组织中神经胶质细胞突起内有AQP4的表达。在神经生理活动过程中, 动作电位和渗透梯度是通过Na+泵/离子泵和交换器所产生的离子流引起的。由于钾通道与AQP4在视网膜Muller细胞的特殊膜域共区域化, 因此, 设想AQP4对于Muller细胞和双极细胞间相互作用的视网膜信号传导中有重要作用[19]。相似的作用也可能发生在AQP4表达的胶质细胞和其毗邻的神经元以及AQP4表达的耳蜗支持细胞和它毗邻的感觉毛细胞, 因为最近研究AQP4缺失鼠的脑水肿时提示AQP4在脑内液体平衡中有重要作用[20], 而测量AQP4缺失鼠的听觉诱发电位显示其听力明显受损[21]。
研究AQP4缺失鼠的视网膜电流图认为AQP4对于视网膜信号传导是必要的:研究发现10月大的AQP4缺失鼠的视网膜电流图上b波的振幅有较小但却较明显的降低[22], 而在光镜和电子显微镜下未见视网膜有任何超微结构改变。一般认为视网膜电流图上b波是由内核层的双极细胞去极化引起的, 与其毗邻的Muller细胞的K+ 的空间缓冲作用紧密相关。因此, 推测AQP4缺失鼠视网膜较低的水通透性改变了由光引起的视网膜水合作用和钾离子浓度变化损坏了K+ 虹吸作用。所以, AQP4在Muller细胞信号传导过程中伴随的细胞内快速水转运中有重要作用。同时, 也印证了在神经系统的支持细胞中的AQP4有促进其毗邻的电兴奋细胞的神经信号传导作用的假说。
3.4 泪腺的分泌
已有研究报道AQPs在人和鼠的泪腺表达:AQP1在微血管内皮;AQP3在腺上皮基底部;AQP4在导管上皮;AQP5在腺上皮顶部。但是, 测量AQPs缺失鼠泪腺的分泌提供的证据并不认为AQPs对于泪腺的分泌是必须的[23]。用毛细血管法收集AQPs缺失鼠经毛果芸香碱刺激后所分泌的泪液, 却发现其容积和离子成分都不受影响。因此, 虽然AQP5在唾液腺和呼吸道黏膜下腺的分泌中有作用, 但对基础和刺激条件下的泪液分泌似乎并非必要。这一结果和先前提到的AQPs对于快速的近等渗性的液体分泌和吸收是必须的是一致的, 因为AQPs促进由渗透压引起的快速性液体转运而不是等渗性液体吸收[24,25]。而在鼠, 单位面积泪腺腺上皮的液体分泌量不及唾液腺的1/30, 肺泡上皮等渗性液体吸收率也是如此。在人类, 有学者研究Sjogren’s综合征患者泪腺时发现AQP5在胞浆而不是在胞膜表达[26], 说明细胞错误处理AQP5可能是该病的病理生理所在。但这一结果还未在其他实验室被证实。
4展望
水通道蛋白 篇6
1 资料与方法
1.1 一般资料
选取33只雄性大鼠为研究对象, 体重195~225g, 均健康。将其随机均分成对照组、给药A组、给药B组, 每组各11只。
1.2 方法
1.2.1 给药方法
给药A、B组:每日给予每只大鼠2 500mg/kg大黄总蒽醌, 同时以2mL生理盐水对药物进行稀释, 每天灌胃1次, 连续给药5天。对照组大鼠每天给予等体积生理盐水。
1.2.2 检测方法
给药A组大鼠取距直肠5cm结肠, 采用矢状剖开, 并包好存于-80℃的冰箱中;给药B组大鼠取肾脏部位;对照组大鼠按上述方法取结肠和肾脏部位。采用免疫组化法对结肠和肾脏AQP2、APP4进行监测, 所有操作均严格按照相关标准执行。
1.3 观察指标
(1) 比较对照组与给药A组大鼠结肠AQP2、APP4表达情况; (2) 比较对照组与给药B组大鼠肾脏AQP2、APP4表达情况。
1.4 统计学方法
采用SPSS19.0软件对本研究数据进行分析处理, 计量资料以均数加减标准差 (珚x±s) 表示, 进行t检验。P<0.05为差异具有统计学意义。
2 结果
2.1 对照组与给药A组大鼠结肠AQP2、APP4表达免疫组化染色比较
经统计结果显示, 给药A组大鼠结肠AQP2、APP4表达量均显著低于对照组, 组间比较差异具有统计学意义 (P<0.05) , 详见表1。
(±s)
2.2 对照组与给药B组血尿、肾脏AQP2、APP4表达免疫组化染色比较
经统计结果显示, 给药B组大鼠24h尿量显著高于对照组 (P<0.05) , 尿Na+比较差异具有统计学意义 (P<0.05) , 而Na+差异不明显 (P>0.05) ;同时给药B组大鼠肾脏AQP2、APP4表达均显著低于对照组, 组间比较差异具有统计学意义 (P<0.05) , 详见表2和表3。
(±s)
(±s)
3 讨论
3.1 大黄总蒽醌对结肠AQP2、APP4表达的影响
在祖国医学中很早就记录了大黄的“泻下”作用, 如《神龙本草经》《药性论》《本草正义》等。现代药理学研究显示, 大黄对小鼠结肠壁膜Na+-K+-ATP酶具有抑制作用, 其主要作用机制为抑制肠道对水、Na+的重吸收, 进而间接增强肠蠕动, 加快肠内物质消化, 出现“下泄”现象[2,3]。近年来, 学者发现AQPs是细胞膜上的一种转运蛋白, 与水的通透有重要关系[4]。结肠组织中表达的水通道蛋白比较多, 主要包括AQP1、AQP4和AQP87。其中, AQP2主要负责结肠上皮细胞管腔膜, AQP4则主要负责结肠上皮细胞基底膜。相关研究结果发现, 应激喜腹泻大鼠模型与AQP4表达下调存在密切关系, 肠道菌群失调也会造成AQP2表达改变[5]。由此可见, 在结肠水分吸收的过程中, AQPs发挥着重要作用。
本研究中, 给药A组大鼠给予大剂量大黄总蒽醌药物, 对照组仅给予等体积生理盐水, 给药A组大鼠结肠AQP2、APP4表达量均显著低于对照组 (P<0.05) , 提示大黄总蒽醌对结肠AQP2、APP4表达具有下调作用, 但大黄对AQP2、APP4表达量的具体调节机制还尚未明确, 结肠对水分的吸收还存在不确定性, 有可能是多个AQPs协同作用的结果, 同时也有可能是大黄产生泻下效应的作用靶点之一, 因此后期还需要加强研究。
3.2 大黄总蒽醌对肾脏AQP2、APP4表达的影响
大黄性寒味苦, 具有凉血、泻火、活血祛瘀、利尿等功效, 一直被广泛应用于多种疾病的治疗中, 尤其是胃肠疾病、慢性肾功能衰竭等, 且取得了良好的效果。中医治疗“泻下”的方法主要包括通便、逐水、下积[6]。其中, 逐水的途径有两种, 分别是肠道和肾脏, 后者则为中医中的利尿作用, 且中医中也有很多关于这方面的记载, 如《药性论》《本草正义》等。
本研究结果表明, 给药A组大鼠结肠AQP2、APP4表达均显著低于对照组, 差异具有统计学意义 (P<0.05) ;给药B组大鼠24h尿量显著高于对照组 (P<0.05) , 尿Na+含量显著低于对照组 (P<0.05) , Na+差异不明显 (P>0.05) ;给药B组大鼠肾脏AQP2、APP4表达均显著低于对照组, 差异具有统计学意义 (P<0.05) 。结果提示大黄总蒽醌对结肠和肾脏水通道蛋白表达具有重要影响, 可用于治疗消化和泌尿系统相关疾病。
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水通道蛋白 篇7
关键词：视网膜挫伤,水通道蛋白4,视网膜神经
视网膜挫伤是指眼部受到钝性外力击打所引起的视网膜损伤,其主要表现是急性视力损害和视网膜水肿、变性、出血、坏死,其发病机制尚未完全明了[1]。水通道蛋白4(aquaporin-4,AQP-4)在机体中介导各种类型细胞膜的水转运[2],在眼部也有广泛分布[3]。本文通过对实验性兔视网膜挫伤后不同时间段视网膜神经上皮AQP-4表达特点进行观察,以期进一步了解视网膜挫伤的发病机制。现报道研究结果如下。
1 材料与方法
1.1 仪器设备和试剂
Olympus光学显微镜;普通电冰箱(新飞电器集团);恒温培养箱(苏州医疗仪器厂);恒温电热烤箱(苏州医疗仪器厂);1/100000电子天平(上海光学仪器厂);图象分析系统(美国Media Cybernetics公司);AQP-4试剂盒(北京博奥森公司);其他试剂均为国产分析纯级;生理盐水为医用无菌制剂。
1.2 动物分组及模型制作
1.2.1 动物与分组
健康无眼疾成年大白兔42只(二级,新乡医学院动物中心提供),体质量2~2.5kg,雄雌兼用;饲养条件:开放系统,温度18~29℃,日温差≤3℃,相对湿度为40%~70%,换气量12次/h,氨气浓度≤14mg/m3,噪声≤30d B,工作照度约200Ix,昼夜明暗交替时间12h/12h,普通饮水和全价饲料喂养。外眼及眼底检查正常,选取右眼为致伤眼;随机(随机数字表法)分为挫伤后1h组、3h组、1d组、3d组、7d组、14d组和正常对照组共7组,各组均为6只。
1.2.2 视网膜挫伤模型制作
王志玉等[4]改良重击法,致伤能量约为2.87 J(E=mgh)。所有造模由同一操作者序贯完成。
1.2.3 眼部伤情观察
实验家兔均在同一条件、不同时间点进行眼部伤情观察,检查眼球位置、结膜、角膜、前房、瞳孔、晶状体、玻璃体和视网膜;眼底检查是在用散瞳剂充分散瞳后用直接检眼镜对包括周边部在内的眼底结构进行细致的检查。眼部检查由同一名高年资眼科医师完成。
1.2.4 动物模型制作成功的判断
伤眼直接对光反应迟钝,瞳孔散大;检眼镜观察眼底可见视网膜乳白色混浊、水肿范围较大,同时伴有眼底出血,即认为模型制作成功,纳入实验。制模后结膜囊内涂红霉素眼膏。
1.3 标本制备和视网膜AQP-4表达检测
在规定时间点经由耳缘静脉空气栓塞处死各挫伤组兔子;于14d按上法处死正常对照组受试兔子;处死受试兔子后,迅速摘除受试眼球,置于冰台上,修剪眼球表面的多余组织,0~4℃生理盐水冲洗3次,沿角巩膜缘后3~5mm处环形剪开眼球,剪除眼前节(角膜、虹膜、晶状体等)和玻璃体,翻转眼球壁使视网膜暴露于表面,用吸耳球沿视网膜周边部吹打视网膜表面,这样视网膜神经上皮层将脱离起来,此时可轻松剥取视网膜。然后按照AQP-4试剂盒说明书要求由专人严格操作;AQP-4表达以细胞膜呈不同程度的棕黄色为阳性,阴性结果无棕黄色表达。结果用图象分析处理系统测量灰度值;每个标本任意选择15个视野来检测阳性表达细胞的灰度值:灰度值高表示AQP-4含量高,灰度值低表示AQP-4含量低。AQP-4灰度值以χ—±s表示。
1.4 数据处理
采用SPSS13.0统计软件包进行数据统计学处理;致伤组与对照组间均值的两两比较用t检验,致伤组各组间的差异分析用单因素方差分析(F检验),为双侧检验;检验水准α=0.05。
2 结果
AQP-4在各组家兔视网膜神经上皮均有表达,阳性表达主要见于面对视网膜血管的神经胶质细胞突起,见图1~图7。
与正常对照组相比较,AQP-4的表达在视网膜挫伤后1h组(t=9.407,P<0.01)、3h组(t=6.653,P<0.01)、24h组(t=7.249,P<0.01)、3d组(t=4.556,P<0.01)、7d组(t=3.724,P<0.01)和14d组(t=2.268,P<0.05)均明显升高;视网膜神经上皮AQP-4表达在视网膜挫伤后也呈现动态变化:伤后1h组即高于对照组(t=9.407,P<0.01),3h组明显升高,24h组AQP-4表达最强,3d组AQP-4表达已经明显下降,挫伤后7d组表达下降更为明显,14d组AQP-4表达仍高于正常对照组(t=2.268,P<0.05);各个挫伤组AQP-4表达也存在明显差异(F=12.692,P<0.05),见表1和图8。
3 讨论
视网膜挫伤是导致眼外伤后视力丧失的主要原因之一,目前对视网膜挫伤后的临床表现已经有了较充分的认识,但其发病机制并未完全明了,研究表明视网膜挫伤后会发生水肿,并且视网膜水肿是动态变化的[1]。
AQP-4在眼部有广泛的分布,介导各种类型细胞膜的水转运;AQP-4在视网膜上的表达最强,整个视网膜均可见AQP-4阳性表达,特别是在外丛状层、内核层、神经节细胞层AQP-4表达更明显[3,5,6]。Hamann等[7]用免疫印迹、免疫电镜证实AQP-4主要表达于视网膜Müller细胞和星形胶质细胞,定量分析发现AQP-4在视网膜Müller细胞足突膜较非足突膜有高浓度的表达。眼组织AQP-4的调节机制尚不十分清楚,早先认为大多数AQP以固有的活性状态存在于所分布的组织中,无需门控和调节,但后来很多实验表明,在分子和基因水平还是存在着组织特异性调节,调节AQP的因素包括激素、神经递质及细胞因子等[2,3,8,9,10]。本研究观察到视网膜神经上皮层有AQP-4表达,并且AQP-4的表达在视网膜挫伤后呈现动态变化:在挫伤后1h AQP-4表达升高,挫伤后3h AQP-4表达升高明显,挫伤后24h AQP-4表达最强,挫伤后3d AQP-4表达较前明显下降,挫伤7d后AQP-4表达下降更为明显,但3d组和7d组AQP-4表达仍高于正常对照组;挫伤14d后AQP-4表达也未完全恢复正常;而先前的研究提示视网膜挫伤后视网膜会发生水肿,并且视网膜水肿也是动态变化的[1];因此,推测挫伤后视网膜神经上皮层AQP-4表达的动态变化和视网膜水肿的动态变化存在一定相关性。AQP-4在视网膜水肿中的变化是功能方面的作用,还是一种附带现象,暂不能下定论。因此,AQP-4抑制剂的研发应用非常有意义。AQP-4的作用可能是双方面的,它可能导致视网膜水肿的形成和发展,也可能起到保护作用。因此,这又为我们临床治疗提供了新的线索。AQP-4是水分子向细胞外转移的直接通路或载体[11],是胶质细胞和血管之间的水调节和运输的重要结构基础,以AQP-4作为治疗的靶向,可能在防止视网膜水肿的发生发展具有一定的指导价值。目前对AQP-4与挫伤性视网膜水肿的研究还非常少,而临床资料十分有限,这需要广大学者共同去研究。
**各致伤组间比较F=12.692,P<0.05
水通道蛋白 篇8
1水通道蛋白的发现
1988年Agre带领的研究小组在分离纯化红细胞膜上的Rh蛋白时偶然发现了一个分子量约为28 kD的疏水性跨膜蛋白, 当时称之为形成通道的整合膜蛋白28 (channel-forming integral membrane protein 28, CHIP28) , 但并不知道其功能[2]。Agre等于1991年完成了其cDNA克隆, 将体外逆转录合成的CHIP28的cDNA注入非洲爪蟾的卵母细胞中后发现, 在低渗溶液中卵母细胞会迅速膨胀, 细胞体积迅速增加30 %～50 %, 并于5 min内破裂, 表明了该种蛋白具有极强的水通透性。为了进一步确定其功能, 又将其构建于蛋白磷脂体内, 通过对其活化能及渗透系数的测定以及后来的抑制剂敏感性等研究, 证实其为水通道, 从此确定了细胞膜上存在转运水的特异性通道蛋白, 并将CHIP28命名为Aquaporin 1 (AQP1) [3]。以后又陆续从动植物组织细胞中鉴定出多种水通道蛋白。由于它们与以前 (1984年) 自牛眼晶状体中分离出的晶状体纤维膜主要固有蛋白 (major intrinsic protein of the lens, MIP) 的氨基酸序列具有20 %～40 %同源性, 并且MIP亦被证明具有弱的水通道活性, 于是将所发现的AQPs统一归属于MIP家族, 并将MIP命名为AQP0[4]。到目前为止, MIP家族共有13名成员[5], 单体为26～30 kD不等。
2水通道蛋白的结构
MIP家族的结构具有相似性, 目前研究比较透彻的是AQP1, 其它水通道蛋白的结构均由它推知。AQPs的一级结构为一跨膜6次的单肽链[6], 在质膜两侧形成5个环, 其氨基和羧基端均位于胞内, 故胞外有3个 (A、C、E) 环, 胞内有两个 (B、D) 环。其中B、E环具有疏水性, 其余3个环具有亲水性。整个AQP单体前后两部分在氨基酸序列上相似, 呈对称的镜像结构。在胞外的E环和胞内的B环上具有AQPs的标志性序列:天冬酰胺-脯氨酸-丙氨酸 (Asn-Pro-Ala, NPA) , 而且它们从胞内和胞外两个不同的方向折叠嵌插入脂膜, 从而形成膜蛋白上水选择性通过的孔道。见图1。
B、E环分别从两个不同的方向插入质膜并相互交叉形成膜蛋白上水选择性通过的孔道
在E环的NPA序列中具有189-半胱氨酸残基, 该残基为汞的特异性结合位点, 一旦汞与该位点结合就可以抑制AQPs的通道功能[7]。尽管AQPs的单体具有独立的水通道的功能, 但通过对AQP1的冰冻蚀刻及形态学测量等研究表明, AQPs在细胞膜上是以四聚体的形式存在, 见图2。四聚体结构对维持AQPs的空间稳定性可能起一定的作用。
研究表明AQP1孔道的最窄处直径约为3
3水通道蛋白在肝脏的表达及功能
大鼠肝细胞主要表达AQP0、AQP8、AQP9[9], 参与调节水的跨膜转运及参与胆汁生成, AQP0和AQP8主要存在于细胞内, 并在肝细胞顶膜面有较弱表达[10]。AQP9主要存在于肝细胞基底面和侧面, AQP0和AQP8主要分布于中央静脉旁的肝细胞内, 通过调控水的转运调控与细胞有氧代谢有关的线粒体的容积。AQP9表达于肝细胞底外侧膜, 均匀地分布于整个肝小叶, 其功能未明, 可能与维持肝细胞渗透压和调节分解代谢有关, 并参与肝窦与肝细胞间水的转运[11], 与AQP8协同完成胆汁的分泌。大鼠肝内胆管细胞所表达的AQP种类有7种, 分别为AQP0、AQP1、AQP4、AQP5、AQP8、AQP9、AQP11[12], 是目前已知细胞中最多的, 其中AQP1[13]和AQP4研究较为深入, 包括分子、生化和功能研究, 其余5种 (AQP0、AQP5、AQP8、AQP9、AQP11) 的研究只限于转录水平, 其亚细胞分布和生理学作用还有待进一步研究。AQP1表达于肝内胆管细胞各个方向的细胞膜和胞内囊泡, 然而, 其亚细胞分布因生理情况不同而不同, 在离体的肝内胆管细胞, 促胰液素和cAMP均可使分布于胞内小囊泡的AQP1向肝内胆管细胞顶膜面重新分布, 但在AQP1基因缺失的小鼠肝内胆管细胞拥有同样对水通透的能力。AQP4主要存在于肝内胆管细胞基底面和侧面, 调节水在基底面和侧面的扩散。有迹象表明胆汁分泌与AQPs密切相关[14,15]。
4水通道蛋白与肝脏缺血再灌注损伤
缺血再灌注损伤 (ischemia/reperfusion injury, IRI) 是指发生缺血的组织器官, 当恢复血液灌注后缺血性损伤进一步加重的现象。肝脏作为高灌注器官, 非常容易发生IRI。如肝移植过程中导致急性肝脏缺血, 当肝脏恢复血液灌注后会因氧自由基等的作用加重肝脏的损伤。在肝移植中IRI是造成移植肝原发失功、移植失败及慢性排斥反应的主要原因之一。因此, 肝脏缺血再灌注损伤一直是许多学者研究的重点。
肝脏IRI发生机制复杂, 涉及氧自由基的作用、乳酸堆积、钙超载、能量代谢障碍、内皮功能紊乱、血液流变学异常、细胞凋亡等多种因素。当pH降到5.5以后, AQP4对乳酸盐和水表现出特殊的通透性, 其他如多巴胺、碳酸酐酶抑制剂及高水平的血小板源生长因子、成纤维细胞生长因子等也影响着AQP4的分布与表达。AQP4基因启动子区域有一低氧诱导因子结合基序, 低氧可下调AQP4 mRNA及蛋白的表达, 重新给氧又可使AQP4水平恢复。温度、激素、生长因子等因素的变化都会对水通道产生影响。肝脏IRI后常发生淤胆等多种胆道并发症, 可能与IRI后胆汁的分泌变化有关[16], 但其分子机制目前尚不清楚。虽然在对水通道蛋白及肝脏缺血再灌注损伤的研究中已取得了一些成就, 但迄今为止仍未能从分子机制完全阐明二者的联系。
5水通道蛋白的应用前景