促黄体生成激素（精选3篇）
促黄体生成激素 篇1
犬的发情周期和排卵时间与其他动物不同,尤其是犬的卵泡成熟过程在排卵之后进行。德国牧羊犬作为世界上应用范围最广的工作犬种,其发情次数受气温、空气湿度等因素的影响[1]。而母犬的发情周期则受体内生殖激素变化所调控,了解其发情变化规律,特别是掌握发情期雌激素雌二醇( Estradiol,E2) 、促黄体生成素( Luteinizing hormone,LH) 和孕酮( Progesterone,P) 的变化规律,对于准确判断排卵时间和配种时间提高受胎率有非常重要的意义。有研究表明,与遗传因素、营养因素、疾病因素和环境卫生因素等相比,发情异常导致犬的空怀比例较大( 14. 7% )[2,3,4]。研究通过对正常发情和异常发情德国牧羊犬在发情期3 种激素变化情况及相互关系的研究,初步了解发情期3 种激素的基本变化规律,为提高生产繁殖与人工诱导发情提供理论依据。
1 材料
1. 1 试验动物及样品收集
10 只健康的雌性成年德国牧羊犬种犬作为试验对象,年龄为2 ~ 8 岁,体重为25 ~ 30 kg。饲养于公安部南京警犬研究所种犬舍,犬舍面积为12 m2,运动场为20 m2,每天活动时间不少于2 h。日粮为该研究所下属动物食品厂生产的成品犬粮,每天饲喂2 次,每次0. 4 kg,固定于9: 00 和16: 00 饲喂。
试验中5 只犬发情后配种,并于2 个月后顺利产仔,另外5 只同样发情配种,但是没有配种成功。均在发情征兆出现后( 阴门开始滴血) 开始收集样品,每只犬共计收集19 次。采样期间,观察犬的发情行为,并适时配种。每天9: 00 采血1 次,由前肢臂头静脉采血2 m L,置于冰盒带回实验室,在37 ℃ 条件下放置1 h析出血清,将血清转移到经高压灭菌处理的1. 5 m L离心管中,- 20 ℃ 保存,直到样品检测。
1. 2 主要仪器及试剂
台式离心机( 型号为TDL - 40B) ,上海安亭科学仪器厂制造; 恒温培养箱( 型号为GNP - 400) ,常州华冠仪器制造有限公司生产; 酶标仪( 型号为SYNERYG MIX) ,美国Bio Tek仪器有限公司生产。
ELISA试剂盒( 包括E2检测试剂盒、LH检测试剂盒、P检测试剂盒) ,购自武汉华美工程有限公司。
2 方法
2. 1 试验步骤
将血清样本进行一定倍数的稀释,然后ELISA试剂盒说明书在已包被酶标板上加入相应试剂及样品,37 ℃ 温箱孵育后放入酶标仪中读取OD值。然后根据梯度浓度稀释的标准品得到标准曲线,将样品OD值代入标准曲线,计算E2、LH以及P在血清中的浓度。
2. 2 数据的统计分析
数据均以“平均数 ± 标准误”表示,采用SPSS软件进行数据分析,采用t检验、方差分析和一般线性回归等统计学方法。
3 结果( 见表1) 与分析
3. 1 血清中LH的变化情况
正常发情的犬血清中LH的平均浓度为( 17. 61 ± 1. 52) IU/L,异常发情犬LH平均浓度为( 17. 84 ±0. 75) IU/L,两者差异不显著( P = 0. 889 1) 。正常发情的犬在发情前期LH的平均浓度为( 17. 99 ± 3. 04) IU/L,异常发情犬在发情前期LH的平均浓度为( 14. 43 ± 0. 68) IU/L,两者差异不显著( P = 0. 262 7) 。在发情期,正常发情的犬LH平均浓度为( 17. 52 ± 1. 75) IU/L,异常发情犬LH平均浓度为( 18. 63 ± 0. 88 ) IU/L,两者差异不显著( P =0. 570 8) 。对于正常发情犬,发情前期血清中的LH平均浓度与发情期相比差异不显著( P = 0. 903 8) ;而异常发情的犬血清中的LH平均浓度与发情期相比差异显著( P = 0. 027 8) ,见表1。正常发情犬LH的峰值为( 60. 72 ± 5. 55) IU/L,而异常发情的犬没有检测到峰值,见图1; 2 种犬的年龄与血清中LH的浓度无相关性( R2= 0. 019 5) ,见图2。
3. 2 血清中E2的变化情况
正常发情犬血清中E2的平均浓度为( 35. 45 ±1. 03) pmol / L,异常发情犬血清中E2的平均浓度为( 32. 91 ± 1. 23) pmol/L,两者间差异不显著( P =0. 115 3) 。正常发情犬在发情前期E2的平均浓度为( 31. 67 ± 1. 74) pmol/L,异常发情犬血清中E2的平均浓度为( 34. 83 ± 1. 43) pmol/L,两者间差异不显著( P = 0. 117 3) 。正常发情犬在发情期E2的平均浓度为( 35. 99 ± 1. 14) pmol/L,异常发情犬血清中E2的平均浓度为( 32. 64 ± 1. 40) pmol/L,两者间差异显著( P = 0. 018 90) ,见表1。正常发情犬在发情当天检测到峰值( 59. 59 ± 2. 75) pmol/L,异常发情犬血清中E2的峰值出现比前者晚1 d,且浓度较低为( 48. 41 ±0. 14) pmol / L,峰值后呈波浪式下降,见图3。2 种犬的年龄与血清中E2的浓度有一定相关性( R2=0. 348) ,发情异常犬平均年龄为( 5. 80 ± 0. 58) 年,比正常发情犬年龄大( 3. 20 ± 0. 49) 年; 而E2的浓度随年龄增大而略有降低,见图4。
3. 3 血清中P的变化情况
正常发情犬血清中P的平均浓度为( 1. 66 ±0. 08) nmol / L,异常发情犬血清中P的平均浓度为( 0. 94 ± 0. 04 ) nmol/L,两者间差异极显著( P <0. 000 1) 。发情前期,正常发情犬血清中P的平均浓度为( 0. 53 ± 0. 03) nmol/L,异常发情犬血清中P的平均浓度为( 0. 47 ± 0. 02) nmol/L,两者间差异不显著( P > 0. 05) 。发情期,正常发情犬血清中P的平均浓度为( 1. 92 ± 0. 07) nmol/L,异常发情犬血清中P的平均浓度为( 1. 05 ± 0. 03) nmol/L,两者间差异极显著( P = 0. 000 07) ,见表1。两者均在E2浓度开始下降的时候开始上升,但是前者在急性上升期之后转为持续缓慢上升,后者浓度稳定并缓慢下降,见图5。2 种犬的年龄与血清中P的浓度相关性比LH大( R2= 0. 421 9) ,见图6。
4 讨论
正常发情犬血清中LH、E2和P的基本变化规律与已报道的研究结果基本一致,LH和E2均检测到峰值,且LH的峰值比E2峰值晚1 d出现; 伴随着E2浓度的降低,P在排卵前急速上升,LH峰值2 ~ 3 d排卵[5,6,7]。E2对LH起负反馈调节作用,P对LH起正反馈调节作用,因此E2与P比值的下降促使LH的峰值出现,且这种变化与母犬发情行为的出现有关[8,9]。
LH通过调节细胞间离子成分,激活成熟促进因子( maturation promoting factor,MPF) 和( mitogen -activated protein kinase,MAPK) 蛋白的细胞信号传导过程,控制它们的活性,从而调控卵母细胞核的成熟过程[10]。研究表明,异常发情犬与正常发情犬相比LH在发情前期和发情期浓度均较低,且没有峰值出现,没有刺激卵巢正常排卵,导致卵巢功能失调,雌激素分泌失衡,影响了卵巢发育,最终可能导致排卵障碍。
犬卵母细胞的成熟在输卵管中进行,而输卵管的内环境受雌激素的影响。在P分泌增加之前,雌激素控制分泌细胞对糖蛋白的分泌。在排卵、黄体生成和胚胎早期发育时其一直存在于输卵管中,是一种雌激素依赖性非血清蛋白[11]。研究中,虽然检测到异常发情犬的E2发情期浓度峰值,但是与正常发情犬相比晚1 d,并且整体浓度偏低,可能引起这种糖蛋白的合成减少。另外,这种糖蛋白还受P的负反馈调节[12],尽管在发情期,异常发情犬P浓度在急性上升后没有保持缓慢上升趋势,而是转为稳定并缓慢下降,但是其血清浓度与发情前期相比仍处于较高水平( 1. 05 ± 0. 03) nmol/L,这也会导致糖蛋白在发情期合成分泌减少。这种输卵管中的糖蛋白在精子的获能、运动、活性以及精子在受精过程中发挥重要作用[11]。
研究还发现,年龄与发情期LH的相关性很低,而与E2和P有一定的相关性。异常发情犬组的平均年龄( 5. 80 ± 0. 58) 年大于正常发情犬组( 3. 20 ±0. 49) 年,其E2和P在血清中的浓度随年龄增大呈降低趋势。
参考文献
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促黄体生成激素 篇2
关键词：PCOS,LH,TESTO
多囊卵巢综合征(polycysticovarysyndrome,PCOS)为妇科临床较为常见的一种内分泌紊乱综合征,以持续性无排卵、卵巢多囊性改变、雄激素含量增高及胰岛素抵抗为临床表现,是导致生育期女性不孕的主要原因之一[1,2]。目前多数学者认为PCOS同患者肾上腺内分泌异常及胰岛素抵抗等因素存在联系,也由此医学临床关于PCOS患者胰岛素水平方面的研究较多,而对于血清促黄体生成素、睾酮含量与PCOS之间相关性的探讨较为少见[3,4]。基于此研究背景,该研究旨在通过探讨PCOS患者血清促黄体生成素(luteotropichormone,LH)和睾酮(Testosterone,TESTO)的含量,以分析致使患者不孕的主要原因。随机选取2012年2月—2014年2月间该院收治的PCOS患者50例,回顾性分析其临床检查资料,现报道如下。
1 资料与方法
1.1 一般资料
随机选取该院收治的50例PCOS患者为研究对象,所有患者均行常规诊断,检查结果同鹿特丹会议PCOS标准(2003年)相吻合。排除先天性肾上腺功能增生患者,半年内服用过对丘脑一垂体一卵巢轴调节功能存在影响的药物的患者不予纳入。年龄17～38岁,平均年龄(26.4±2.2)岁;体重指数17.5～39.8 kg/m2,平均指数(25.4±4.2)kg/m2。以上述PCOS患者为观察组,选取同期前往医院行健康体检的50例育龄女性为对照组,年龄16～40岁,平均年龄(26.5±3.1)岁;体重指数20.0-28.9 kg/m2,平均指数(24.4±3.2)kg/m2。两组受检者于年龄、性别构成及体重指数方面比较差异无统计学意义(P>0.05),具有可比性。
1.2 检测方法
1.2.1 仪器设备
采用Elecsys 2010罗氏全自动电化学发光仪及其配套试剂。
1.2.2 操作方法
两组患者均于月经周期第3～5天空腹取静脉血,剂量5 mL。置入离心机以离心处理一刻钟,分离血清后待测,如因条件限制则将血清保存于-20℃冰箱中(注:保存时间不应当超过1个月)。按照电化学发光仪及试剂操作说明书予以操作,用发光免疫法测定LH,荧光法测定TESTO。
1.2.3 研究方法
比较分析两组受检者LH和TESTO含量,分别计算LH和TESTO的阳性数。
1.3 统计方法
对上述两组患者各项记录数据进行分类和汇总处理,采取SPSS19.0统计学软件对上述汇总数据进行分析和处理,计数资料采取率(%)表示,组间率对比采取χ2检验,计量资料以用()表示,组间t检验。
2 结果
2.1 LH和TESTO阳性检出率
对照组检测结果:对照组LH阳性1例,其LH值为12.8 U/L,LH值:2.0～12.6 U/L;无TESTO阳性病例,TESTO:0.10～1.67 nmol/L。观察组检测结果:观察组LH阳性45例,TESTO阳性43例。两组LH阳性检出率比较,差异有统计学意义(χ2=7.9388,P<0.05);两组TESTO阳性检出率比较,差异有统计学意义(χ2=75.4386,P<0.05)。
2.2 LH和TESTO检测结果
与对照组比较,观察组LH和TESTO检测平均值显然高于后者,两项指标,差异有统计学意义(P<0.05),具体内容见表1。
3 讨论
PCOS为临床常见病症,是育龄女性不孕的重要病因之一[5,6]。虽然于B超诊断中多见PCOS患者小窦卵泡数增多,故而推断小窦卵泡数增多抑制卵泡的选择是导致卵泡发育不良的主要因素,但是关于PCOS为何会导致患者持续性不排卵的确切病因现阶段尚未明确,一些学者认为可能同卵巢局部自分泌旁分泌调控机制及遗传因素有关[7]。目前可以明确的是,PCOS患者病理生理改变范围较广,涉及神经内分泌及蛋白质代谢等多个方面。而越来越多的研究也证实,PCOS患者其体内LH、空腹胰岛素(FINS)、胰岛素敏感指数(ISI)会显著升高。LH由人体腺垂体嗜碱粒细胞分泌,主要作用于卵巢以刺激其分泌雌激素,促进卵泡成熟。同时也是保障雄激素合成的主要因素之一。一般情况而言,女性机体内雄激素适当可促使雌激素分泌,但是雄激素含量若过大则会直接抑制卵泡的生长和发育,由此抑制排卵,引发患者不孕[8]。
该研究旨在探讨PCOS患者LH和TESTO的含量,以分析前后两者之间的关系。结果显示,与对照组比较,观察组受检者LH阳性45例,平均(12.0±3.7)U/L,TESTO阳性43例,平均(1.6±0.4)nmol/L,显然观察组上述两项观察指标于人体内的含量均高于对照组,两者比较差异有统计学意义(P<0.05)。与一般研究结果[9]基本一致。提示说明,PCOS患者不孕的主要原因可能同垂体LH分泌过多及TESTO的血清浓度升高存在重要联系。因为LH及TESTO含量升高,致使女性激素水平失衡,卵泡生长发育环境遭致破坏,排卵受阻,由此引发女性不孕。
综上所述,PCOS同LH和TESTO之间存在一定的相关性,育龄女性体内LH和TESTO的含量升高则意味着患者存在罹患PCOS的风险,需及时进行全面诊断,以为患者及早提供治疗。但是应当注意激素水平的检测结果只可作为一种辅助手段,还需结合患者病史及其它诊断结果来综合判断。
参考文献
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促黄体生成激素 篇3
1 材料与方法
1.1 材料
回顾性分析2005年1月~2009年7月我院经手术和病理证实的78例子宫内膜癌患者的组织石蜡标本组织,年龄43~75岁,平均45.6岁。按WHO 2003年女性生殖器官系统肿瘤分类,其中,高分化36例,中分化28例,低分化14例。所有患者均为第1次手术,且术前未接受任何形式的放疗和化疗。另选78例肿块旁正常子宫内膜组织作对照。
1.2 实验试剂
兔抗人FSHR、LHR单克隆抗体,免疫组化S-P试剂盒及DAB显色试剂盒均为武汉博士德公司产品。
1.3 实验方法
所有实验标本均为4%中性福尔马林固定,石蜡包埋,切片,染色,SP免疫组化染色,DAB显色,苏木素复染,脱水透明。以PBS代替一抗作为阴性对照,使用试剂公司提供的阳性片作为阳性对照。
1.4 结果判定标准
FSHR、LHR蛋白阳性染色为棕黄色颗粒,定位于细胞膜和(或)质,根据阳性细胞数和染色强度。阳性细胞数<5%为阴性,≥5%~25%计1分,≥25%~50%计2分,≥50%~75%计3分,≥75%计4分;阳性强度以淡黄色计1分,黄色计2分,棕黄色计3分;二者分别相乘,1~4分为弱阳性(+),5~8分为中等阳性(++),9~12分为强阳性(+++)。
1.5 统计学方法
采用SPSS 13.0软件进行统计分析,采用χ2检验,运用Spearman等级相关对FSHR和LHR的表达相关性进行分析,以P<0.05为差异有统计学意义。
2 结果
2.1 卵泡刺激素受体、黄体生成素受体在子宫内膜癌中的表达
FSHR、LHR主要定位细胞膜和细胞质,阳性染色为棕黄色(见图1、2)。在78例子宫内膜癌组织中,FSHR、LHR的阳性表达率随着肿瘤分化程度的降低而降低,见表1。由表1可见,FSHR和LHR阳性表达率低分化癌显著低于高分化癌,三组之间差异有统计学意义(χ2=9.037,P=0.011;χ2=9.253,P=0.010)。
2.2 子宫内膜癌中卵泡刺激素受体、黄体生成素受体表达之间的关系
采用Spearman等级相关分析表明,子宫内膜癌组织中FSHR与LHR表达呈正相关(r=0.371,P<0.01)。见表2。
3 讨论
FSH和LH是垂体分泌的两种重要的促性腺激素,正常水平下,二者通过结合卵巢组织中FSHR和LHR发挥生理作用。FSHR和LHR通常情况下存在于卵巢颗粒细胞及卵泡膜细胞中,正常的乳腺、前列腺和颌下腺组织亦有一定数量的表达。体外研究表明,FSH能明显诱导兔、老鼠卵巢上皮细胞的增殖,并抑制卵巢癌细胞的凋亡[3]。有学者发现,在子宫内膜癌发生过程中,LH可增强肿瘤细胞的侵袭性[4]。新近有文献报道,FSHR和LHR可存在于一些恶性肿瘤中,FSH和LH能够通过其受体促进这类肿瘤细胞的MMP-2和MMP-9的表达和活性,从而提高肿瘤的侵袭与增殖能力[5]。
笔者采用免疫组织化学的方法,发现FSHR和LHR在子宫内膜癌中均有表达,二者的定位位于细胞膜和细胞质,且FSHR和LHR在内膜癌组织中的表达水平与肿瘤分化程度密切相关。肿瘤分化越好,二者表达水平越高;反之,肿瘤分化越差,二者表达水平越低,差异有统计学意义。FSHR和LHR在子宫内膜癌组织中表达的具体意义目前尚不清楚,可能与肿瘤的激素依赖性相关。有文献报道,对于FSHR和LHR阳性表达的肿瘤患者,采用Gn RH类似物或拮抗剂进行抗肿瘤治疗收到了良好的临床效果[6]。笔者的研究表明,子宫高分化内膜癌组织中FSHR和LHR的表达相对较高,对于此类患者,采用于Gn RH类似物或拮抗剂治疗效果可能要更好。
LHR和FSHR的表达在笔者的实验中表现出一致性,提示二者在子宫内膜癌中的表达可能具有一定的相关性。有文献报道,FSH与受体结合后,一方面能够活化芳香化酶,另一方面可以诱导LH受体形成,其中机制仍需进一步研究[7],这也为笔者的实验提供了一个比较好的解释。LHR和FSHR的表达相关性为制订子宫内膜癌的内分泌治疗方案提供了较好的参考。
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