组培快繁实验

组培快繁实验（精选10篇）

组培快繁实验 篇1

摘要：水蕨为地域分布性较强的濒危植物,通过调查我们有幸发现,景德镇地区有不少野生水蕨的分布,但具体分布情况暂不清楚,也未见到任何相关方面的报道。因此本课题首先将着眼于此,对景德镇野生水蕨资源的分布做一个总体调查研究。此外,水蕨有着巨大的经济价值和开发前景,但该物种的濒危性及其野生繁育的局限性是制约其深入开发和利用的重要因素。我们不难预见,今后水蕨的开发与利用将主要取决于其人工繁殖技术的可行性。综合当前对水蕨进行人工繁育的研究来看来看,组培快繁技术是最可取的。因此,本课题将在调查景德镇本地野生水蕨资源分布的基础上系统地研究水蕨组培快繁技术的构建,以期为保护和深入开发景德镇本地特色植物资源打下一定的基础。

关键词：景德镇野生水蕨,习性研究,组培快繁实验

1 生活习性分析

野生水蕨是一种水生或者湿生的同型孢子蕨类,因为水蕨的生长环境比较特殊,所以通常在冬季的时候,水蕨会进入到休眠期,其休眠期的主要表现就是水蕨的叶片会全部枯萎,并且但是水蕨的根茎确保持存活状态。水蕨适应温差的能力比较强,其可以在10℃左右的低温环境中生存下来,是一种比较稀少的热带植物。通常最适宜水蕨生长的温度为22℃-35℃左右,但是其对湿度的要求确比较高,湿度必须控制在85%以上,由此来保证水蕨的叶片鲜活;此外水蕨对光照的要求不是很高,不管是在全阳还是在遮阴的情况下都可以健康的成长,而且其在简单的荫蔽条件下生长的更加旺盛。水蕨的生长高峰期一般在4-6月份,而在6月和12月是孢子形成的时间;但是在水蕨抱子萌发以及抱子体的生长发育时期都需要有一定的光照条。但是在水蕨生长过程中,对水蕨的生长有一定威胁的就是水蕨的半生植物,在生长过程中,半生植物通常成长的都比较快,而且也比较茂盛,所以半生植物的成长就在很大程度上占用了水蕨成长的空间,有学者对以往绝迹的水蕨种群进行的调查中发现,通常水蕨绝迹种群所在的水体电导率以及PH值通常都比较高,而这种情况直接干扰了水蕨的正常代谢活动,因此导致了水蕨种群的绝迹。

2 组快繁实验要点分析

2.1 实验材料

本实验使用的水蕨植株及水蕨抱子均采自景德镇某校内一处实验网室的地块上。

2.2 实验方法

2.2.1 上壤p H值测定

采集样点地表层土壤log,与蒸馏水1:2混合,静止10min后,用p H仪测量土壤的p H值,以清水为对照,重复3次。

2.2.2 水蕨的生长习性观察

2.2.2. 1 自然繁育的生长周期

在一年的3月1日气温开始回升的时候,在学校的一块6m2的田中撒播从往年封存的成熟孢子,需要注意的是要保证土壤每天都是湿润的。自2015年3月1日开始到2015年5月1日开始对田地中的水蕨成长情况进行仔细的观察,并且对水蕨的出苗期以及旺盛期、衰弱期都进行详细的记录,此外对营养叶以及抱子叶形态、抱子叶出现的时间以及成熟的时间等,都进行拍照记录。

2.2.2. 2 独立植株的生长周期

在对独立植株的生长周期进行观察时,首先需要把水蕨植株分别放置在不同的容器当中,在该实验中我们选择三个容积相同的容器,而且基质选择水稻土作为基质。其次在对水蕨植株进行选择时选择带有3个叶片的植株,但是没给容器移栽植株的时间分为6、9、12月份,同时每天对植株进行仔细的观察,并对其进行拍照,并进行详细的记录。

2.2.2. 3 水蕨的生长发育过程

①水蕨配子体的生长发育

在对水蕨配子体的生长情况进行观察时,我们选择一个直径为9cm的培养皿,并且在培养皿内加入5毫升的清水,以此作为培养基,然后在量取0.125抱子,并且将其均匀的撒播在培养皿中的清水中,然后将其放置在23℃的培养室中进行培养,通常培养室中的光照控制在12 h"d-',为了有效地观察水蕨配子体的成长情况每3天就要分别用肉眼、10X2体视显微镜以及10 X 10倍倒置显微镜对抱子的发育情况进行仔细的观察,同时用相机进行拍照并做好相应的记录工作。

如果水蕨抱子萌发到达心形原叶体期的时候,要吸取水蕨的配子体并且放置在载玻片上,同时加一滴1%HCL,并且让其浸泡1分钟的时间,然后再用滤纸降上面多余的HCL吸收,在吸收完成以后在其上加上品红染色液对其进行染色1分钟,然后盖上盖玻片,在这些操作完成以后用10X40倍正置数码显微镜对其精子器和颈卵器进行仔细的观察,并且进行拍照,做好记录。

②水蕨抱子体的生长发育

在对水蕨抱子体进行观察时要用10X2体视显微镜进行观察,当水蕨抱子体长出1-3片幼叶时,要把其轻轻地倒入装有湿润水稻土的玻璃瓶内,为了更好地对水蕨抱子体的生长情况有足够的了解,需要每天对其进行仔细的观察,对叶子的骗术以及性状以及抱子叶出现的时间等都要进行详细的纪录。

2.3 水蕨培快繁实验

2.3.1 筛选最优的启动培养基方案

在对基本培养基进行选择时,其设为MS、改良MS、WPM,并且分别记为A1、A2与A3;在对生长素选择时分别使用BA0.5mg/L、1.0mg/L以及1.5mg/L,并且分别记为B1、B2与B3;在细胞分裂素进行选择时,选择使用IBA0.02mg/L、0.05mg/L以及0.10mg/L,并且分别记为C1、C2、C3。此外还需要增加30g/L蔗糖以及0.07%琼脂,Ph5.6~5.8作为附件。在实际的式样中,使用4因素3水平正交实验设计(含空列),L9(34),一共9个处理,同时每个试管要接种一个外植体,在每次处理接种时,数量控制在28管,如此重复3次,在30天以后对启动率进行科学的统计。

2.3.2 筛选最优的继代培养基方案

继代增殖是组织培养快繁的关键阶段。继代培养的材料为初代培养所获得的较一致的试管苗,在初代培养的基础上,通过对激素的调整,进一步扩大芽苗数量。实验采用4因素3水平正交实验设计,L9(34),共9个处理,每三角瓶接种1个外植体,每次处理接种10瓶,重复3次。30天统计小苗的增殖系数。

2.3.3 筛选最优的生根培养基方案

首先在对培养基进行选择时要选择那些比较粗壮的幼苗,并且在选择完成以后要先在浓度比较高的培养基中进行暗养,在几天以后再把幼苗转入没有激素的培养基中对其进行光照培养。在被阶段基本的培养基1/2改良为MS,同时还要科学选择蔗糖、IBA、暗培养天数的最佳配比。在实验中可以使用4因素3水平正交实验进行设计(含空列),一共9个处理。每个三角瓶要接种一个外植体,每处理接种15瓶,同时每瓶接种1株幼苗,如此重复3此,在40天以后再对小苗的生根率进行科学的统计。

2.3.4 设计炼苗移栽方法的方案

当幼苗在试管内部生出根以后要在无菌环境下进行生长,而且试管内的幼苗只有经过炼苗驯化才能更好地适应自然环境,并且能够在很大程度上提高幼苗的成活率。当幼苗在试管内部长到5cm左右的时候,需要先打开菌膜,慢慢地降低试管内部的温度,同时增加光照的强度,等到3天以后才能把幼苗从试管内取出,并且移植到基质当中,而需要注意的是,基质的土壤成分要按腐殖土:蛭石:珍珠岩为1:1:1的比例进行配置,在幼苗移植完成以后,要对其进行喷雾保温处理,坚持30天以后再对幼苗的成活率进行科学的统计。

3 结语

综上所述,本文主要梳理了景德镇野生水蕨资源的具体分布情况,整理并完善水蕨的组培快繁技术体系,发表相关论文,为今后利用组培快繁技术工厂化生产大量的组培苗提供坚实的理论支持。从而使得景德镇野生水蕨种质资源能够通过组培方法得以保存,也能使其人工栽培变得高效、可行,希望为今后更好地开发这一当地特色植物资源打下深厚的基础。

参考文献

[1]罗顺元.几种蕨类植物的组培快繁和配子体发育研究[D].广西师范大学,2007.

[2]李桂锋.铁皮石斛组培快繁工艺及规范化生产体系研究[D].广州中医药大学,2008.

[3]江艳华.半夏规范化种植关键技术及组培快繁体系建立的研究[D].北京协和医学院,2013.

组培快繁实验 篇2

连钱草组培快繁技术研究

用连钱草无菌茎尖为外植体进行快速繁殖,分别诱导、分化、生根形成再生植株进行快速繁殖,并移栽成活.结果表明在MS+6-BA 1.5 mg/L+NAA 0.1 mg/L培养基上诱导丛生芽效果最佳.在MS+IBA1.0 mg/l+KT 1.0 mg/L培养基中根的诱导率为100%.

作 者：韩素菊 黎云祥 杨子松 姜天亮 李尤 HAN Su-ju LI Yun-xiang YANG Zi-song JIANG Tian-liang LI You 作者单位：西华师范大学,四川省环境科学与生物多样性保护重点实验室,四川,南充,637002刊 名：广西植物 ISTIC PKU英文刊名：GUANGXI ZHIWU年，卷(期)：26(3)分类号：Q943.1关键词：连钱草 组织培养 快繁 Glechoma longituba tissue culture rapid propagation

柳枝稷种子组培快繁技术 篇3

关键词：柳枝稷；愈伤诱导；植株再生

中图分类号：S943.1文献标志码：A文章编号：1002-1302（2014）02-0046-03

收稿日期：2013-07-03

基金项目：国家自然科学基金 （编号：31170386、31200316）；江苏省科技支撑计划（编号：BE2011369、BE2012419）；中国博士后科学基金（编号：2012M520999）；江苏大学高级人才基金 （编号：09JDG020、11JDG150）。

作者简介：杨冉（1988—），男，河南信阳人，硕士，主要从事能源植物新品种培育研究。E-mail：Ranyang0804@163.com。

通信作者：杜道林，博士，研究员，主要从事生态学研究。Tel：（0511）88790955；E-mail：ddl@ujs.edu.cn。柳枝稷（Panicum virgatum L.）为多年生草本C4植物，在北美洲广泛种植[1]。柳枝稷植株高大，具有根系发达、防风固沙能力强、耐瘠薄等优点，是沙漠绿化的理想植物[2]。柳枝稷可合成燃料乙醇、甲醇、沼气、氢气等，由于其能源产出率高，在乙醇生产过程中易降解，被美国政府确定为替代玉米生产燃料乙醇的首选能源植物[3]。保存并快速繁殖优质材料是现代生物育种技术的重要研究内容。Xi等研究发现，柳枝稷是一种异型杂交的多倍体单子叶植物，具有高度的自交不亲和性[4]。因此，通过遗传转化获得具有高遗传力的柳枝稷转基因品种变得尤为重要，转基因育种的前提是建立高效的植物组织培养体系。现有的柳枝稷组培研究中，外植体多为叶片、茎尖、节间及幼穗，以这些材料作为外植体，愈伤诱导率普遍较低，且容易受生长周期及季节限制。本研究以柳枝稷成熟种子为材料，探索愈伤诱导过程中最佳外源激素配比，从而建立柳枝稷种子组培快繁体系，旨在为开发利用柳枝稷资源提供依据。

1材料与方法

1.1材料

柳枝稷品种为Alamo（北京市农林科学院），用自来水冲洗脱壳后的成熟种子，去掉杂质，用无菌水浸泡12 h，冲洗后风干，置于4 ℃冰箱中备用。

1.2方法

1.2.1培养基配制愈伤组织诱导及分化以MS为基础培养基，采用3因素3水平进行试验（表1），pH值为8.0。生根培养基为1/2MS+NAA（0.4、0.8、1.2、1.6 mg/L）+3% 蔗糖+0.75% 琼脂，pH值为8.0。配制完成后，121 ℃高压灭菌15 min，待温度冷却至50～60 ℃时摇匀，倒入培养皿中，置于超净台风干备用。

1.2.2种子处理挑选干燥饱满的种子，首先用6% NaClO溶液消毒2.5 h，轻轻搅动使NaClO与种子充分接触，然后用无菌水清洗3～5遍，浸泡12 h。之后用6% NaClO溶液消毒20 min，用无菌水清洗种子3～5遍[5]。在无菌条件下，将处理好的种子接种到愈伤诱导培养基中进行培养。

1.2.3培养条件选择同一批成熟种子作为外植体进行愈伤组织诱导及分化试验，每处理重复5次，每个培养皿中接种30粒种子，置于光照培养箱中培养。培养30～45 d后，选择株高为2～4 cm的再生苗，切下幼苗转入生根培养基中，继续置于光照培养箱中培养，每个组培瓶接种12个外植体，每浓度重复4次，培养10～15 d。愈伤组织诱导培养基试验因素及水平见表1。GZX-300BS-4光照培养箱（上海新苗医疗器械制造有限公司）培养温度设置为24 ℃，光照培养时间为16 h/d，光照强度为12 000 lx。

1.2.4生长指标测定接种后，每3 d统计1次胚芽数目、胚根出现时间及数目、愈伤组织出现时间及数目等指标。培养30～45 d后，统计种子发芽率及愈伤诱导率，确定最佳愈伤组织诱导培养基激素配比。在诱导培养基上培养一段时间后观察愈伤组织的生长情况，观察并统计分化出的不定芽生

2结果与分析

2.1不同激素配比对种子萌发时间及萌发率的影响

由表2可知，培养5～7 d后，大多数种子都能在愈伤组织诱导培养基上萌发，且不同浓度激素对柳枝稷种子的萌发时间及萌发率均有显著影响。当2，4-D浓度为6 mg/L、6-BA 浓度为1.0 mg/L、NAA浓度为0.6 mg/L时，种子接种后3 d即开始萌发，萌发率达82%。当2，4-D浓度为 6 mg/L、6-BA浓度为1.5 mg/L、NAA浓度为1.2 mg/L时，种子萌发时间延迟，接种后7 d才开始萌发，且萌发率仅为35%。由此可知，柳枝稷种子萌发的最佳培养基为MS+2，4-D 6 mg/L+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.6 mg/L。

2.2不同激素配比对愈伤组织诱导及分化培养的影响

经消毒处理的成熟种子培养5 d后，部分培养基上开始有愈伤组织形成，随后逐渐变大，并且随着愈伤组织的增大其表面逐渐变得干燥，质地紧密结实，颜色多为黄色、嫩绿色（图1-a）。当2，4-D浓度为2mg/L、6-BA浓度为

0.5 mg/L、NAA浓度为1.2 mg/L时，形成愈伤组织所需的时间最长，即培养12 d后才能观察到愈伤组织的形成。不同激素配比下，外植体愈伤组织的长势也有显著差别（图1-b）。在愈伤诱导培养基上培养25 d后，不同激素配比处理下愈伤组织在色泽、大小等指标方面差异较大，愈伤诱导率最高可达82%，最低仅为35%（表2）。一部分愈伤组织色泽淡黄，体积较小且表面干燥疏松；另一部分愈伤组织色泽嫩绿，体积较大且表面紧实，具有较强的再分化能力，可用于诱导成苗。这些生长状态良好的愈伤组织培养一段时间后体积逐渐增大，且伴随出现一些白色颗粒状胚状体。继续培养10 d后，有些原本白色的胚状体凸起，分化为嫩绿色的幼芽（图1-c）。随着培养时间的延长，新形成的幼芽逐渐变绿，并且直立生长，有的幼芽长势较快，接种到培养基上15 d后可长至2～3 cm。体积较小的愈伤组织接种一段时间后，分化出一些零星的幼芽，随后幼芽停止生长。将切割后的分化组织接种到新培养基上培养20 d，有的芽能长出长约4～6 cm的新叶，并从嫩绿色变成翠绿色（图1-d）。愈伤组织诱导及分化的最佳培养基为MS+6 mg/L 2，4-D+1 mg/L 6-BA+0.6 mg/L NAA+3% 蔗糖+0.75% 琼脂，pH值为8.0。

nlc202309040723

2.3不同浓度NAA对不定芽生根的影响

在愈伤组织诱导及分化的最佳培养基上培养40 d后，愈伤组织开始分化出大小不一的不定芽。选择长势较一致的不定芽切割后接种到含有不同浓度NAA的生根培养基上进行生根诱导（图1-e）。结果表明，当 NAA浓度为 0.8 mg/L 时，生根时间最短，7 d后即可观察到白色凸起并逐渐形成新根，生根率可达90%以上（表3），每棵再生苗均能诱导出 15～20 条新生根（图1-f）。当NAA浓度过低（0.4 mg/L）或者过高（1.6 mg/L）时，新根都会延迟出现。在生根的同时，新生苗新叶长势良好（图1-g），平均长约 10 cm，部分甚至高达20 cm（图1-g）。

2.4炼苗

当大部分新生苗长出数量不一的新根后，将组培瓶上的封口膜去掉，继续在培养箱中培养2～3 d，随后将培养基取出置于室温下培养，并在培养基表面加入少许无菌水，继续培养3 d后，将新苗从培养基中轻轻取出，避免损伤根部。用无菌水将幼苗表面的培养基冲洗干净，移栽至花盆中继续培养，用塑料薄膜覆盖以防止水分大量流失。每天用无菌水浇洒新苗，待新苗长势稳定后，将花盆搬至室外继续培养炼苗（图1-h）。当培养条件适合时，大部分幼苗都能正常存活，并且稳定生长（图1-i）。

3结论

Gupta等研究发现，2，4-D、TDZ结合使用对柳枝稷愈伤组织的形成起促进作用[6]。Denchev等认为，添加不同浓度的2，4-D及6-BA对柳枝稷的愈伤诱导、分化再生有明显影响[7]。传统的柳枝稷组培步骤较繁琐，包括愈伤诱导、继代、分化及生根等环节，耗时较长，且产率较低。许文志等利用柳枝稷成熟种子作为外植体进行愈伤组织的诱导及分化，研究灭菌处理及不同浓度激素组合对愈伤组织诱导及分化的影响，包括愈伤组织诱导、分化、生根等环节，耗时较长[8]。在愈伤诱导过程中，添加一定浓度的6-BA可改变愈伤组织的质量，提高植物分化再生频率[9]。有研究表明，2，4-D对愈伤组织形成有比较明显的促进作用，很少被植物细胞所代谢[10]，且不同浓度的 2，4-D与其他一些细胞分裂素结合，可以建立高效组培体系[11]。NAA是广谱型植物生长调节剂，能促进细胞分裂和扩大，诱导分化组织形成不定根[12]。本研究表明，不同浓度配比的激素愈伤诱导率差异较大，以MS培养基为基本培养基，添加 6 mg/L 2，4-D、1 mg/L 6-BA、0.6 mg/L NAA进行愈伤组织诱导，愈伤诱导率可高达82%。愈伤组织诱导增殖后，在最佳激素配比培养基上可直接进行分化培养，能进一步分化出大量新生芽。本方法有效缩短了再生时间，节约了试验成本，提高了效率。室内炼苗 7 d 后，将柳枝稷新生苗移至室外培养，可正常存活。

参考文献：

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[2]孟敏，李华军，徐开杰，等. 柳枝稷的组织培养技术研究[J]. 安徽农业科学，2009，37（4）：1477-1478.

[3]刘吉利，朱万斌，谢光辉，等. 能源作物柳枝稷研究进展[J]. 草业学报，2009，18（3）：232-240.

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[8]许文志，张新全，黄琳凯，等. 柳枝稷种子愈伤组织诱导及分化[J]. 草业科学，2012，29（1）：45-50.

[9]李会珍，刘培培，张志军，等. 紫苏子叶组织培养植株再生的研究[J]. 安徽农业科学，2011，39（22）：13369-13371.

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[12]Ramamoorthy R，Kumar P P. A simplified protocol for genetic transformation of switchgrass（Panicum virgatum L.）[J]. Plant Cell Reports，2012，31（10）：1923-1931.

高山杜鹃组培快繁技术 篇4

高山杜鹃通常无种子, 主要靠扦插繁殖, 而扦插繁殖受母株材料和繁殖季节的影响, 往往无法满足市场的需要。应用组织培养技术进行高山杜鹃的繁殖, 具有繁殖速度快, 不受季节影响等特点, 对于优良品种的引进和推广具有重大意义。本课题组通过引进高山杜鹃品种, 采用组织培养技术进行种苗快速繁殖研究, 经过三年的试验, 基本上可以实现高山杜鹃种苗的规模化生产。

一、培养条件

培养温度为25℃左右, 每天12~14小时光照, 光照强度为1 500~2 500勒克斯 (Lx) 。

二、培养基的制备

先将植物生长需要的MS大量元素、微量元素和激素配制成母液, 按照所需培养基配方进行培养基的制备, 培养基分装到清洗干净并通过高温烘干的玻璃瓶中, 放入高压灭菌锅灭菌20分钟后, 取出冷却待用。

1. 茎尖诱导分化丛生芽培养基

R ead+ZT1.0 mg/L+N AA 0.1mg/L

2. 增殖培养基

R ead+ZT 0.5mg/L+N AA 0.1mg/L

3. 生根壮苗培养基

1/4 MS+TDZ0.5mg/L+IAA 0.5mg/L+GA31.0mg/L+活性炭1.5g/L

三、培养程序

1. 取材

选取长势良好的高山杜鹃茎尖作为外植体。

2. 接种

外植体在加有适量洗衣粉的水中浸泡10分钟, 再用流水反复冲洗干净, 然后在超净工作台上用70%酒精消毒10秒, 取出用无菌水冲洗2次, 再用0.1%升汞消毒5分钟, 用无菌水冲洗4~5次, 用无菌滤纸吸干表面水分, 将外植体接种在诱导培养基上。

3. 生长分化

60天左右形成丛生芽, 90天后丛生芽生长明显加快。

4. 增殖培养

在无菌条件下将丛生芽分割成直径1cm的小块, 然后接种在增殖培养基上进行继代培养。

5. 生根壮苗培养

将增殖培养基上形成的高2cm的粗壮苗分株, 扦插于生根培养基中培养20天后, 在切口处长出辐射状的不定根。生根阶段, 为了使生根苗生长健壮, 尽快地适应移栽环境, 要适当增加光照强度, 一般控制在3 000~5 000勒克斯 (Lx) , 这样生根多且粗壮, 植株生长均衡, 株型较好。

四、试管苗的移栽及管理

当苗基部诱导出3条左右不定根且根长达到2cm时, 将培养瓶薄膜掀开并移到温室条件下炼苗3天, 再将培养苗从培养瓶中取出, 并洗净根上附着的培养基, 移栽于消毒后的基质穴盘中 (1份珍珠岩+1份泥炭土) 。晴天应视天气情况覆盖遮阳网遮荫, 温度控制在20~25℃, 环境湿度≥85%。当苗有新叶长出, 可适当追施浓度较低的复合肥。一段时间后, 就可将苗移栽上盆, 移栽成活率可达90%以上。

五、质量标准及调控技术

高山杜鹃组培苗质量标准为:苗高5cm, 叶6~8片, 主茎粗0.2~0.3cm, 根3~5条, 根长2cm, 叶色深绿, 叶片肥厚, 无病虫害。对叶片发黄、细弱或无根苗, 应予淘汰。

组培快繁实验 篇5

关键词：桃；抗重茬；砧木；组织培养

中图分类号： S662.104+.3文献标志码： A文章编号：1002-1302（2016）05-0060-02

在解决北京市平谷区老桃园品种更新时的重茬问题上，抗重茬砧木繁殖与利用将提供一种有效途径。平谷区桃产业在区政府的领导、科研单位的支持和果农的精心管理下，经过20年以上的努力，目前种植面积达1.12万hm2，桃产业已成为平谷区农村产业结构调整、农民增收的主要经济支柱。但是，为了在土地有限的条件下保持桃产业的这种优势地位，老桃园的改造成为平谷区桃树发展中面临的重要课题。众所周知，桃不耐重茬，在老桃园继续栽种会出现再植病，严重影响日后的树体生长、产量和品质[1-3]。在国外通过GF677等一些抗重茬砧木的利用，可以很好地解决桃的重茬问题，对老园的更新改造有重要意义，而且作为优良砧木，其繁殖也应易于操作和推广。GF677这样的砧木只有通过无性繁殖才能保持其抗性，除了用扦插等传统方法以外，组织培养是最常用也是最有效的繁殖方法。在国外，GF677的组织培养研究已经进行了多年，组培苗已应用到生产中，但是由于商业的原因，其增殖、生根的培养基配方以及移栽的操作程序均没有文字报道。在国内，GF677组培快繁也未见报道，组培快繁工厂化育苗的技术体系还远未形成[4-5]。近几年来，北京市农林科学院林业果树研究所通过引入GF677砧木，率先开展了组培繁殖研究，有良好的工作基础和技术条件作保障，为项目顺利实施奠定了良好基础。本试验旨在通过对GF677组织培养各环节进行研究，以期建立GF677从外植体到成苗的完整组培快繁体系，以达到能够在生产中大规模应用的目的。

1材料与方法

1.1试验材料

以北京市农林科学院林业果树研究所试验园中的成龄GF677的茎段为试验材料，进行组织培养研究。

1.2试验方法

1.2.1外植体的灭菌和培养方法用自来水将采集的茎段冲洗干净，先用体积分数为0.1%的新洁尔灭灭菌10 min；再用质量分数为0.1%的HgCl2灭菌6 min；最后用无菌水清洗3～4次。将灭菌后的茎尖迅速接种到培养基上，培养温度（25±2） ℃，光照度2 000 lx，光/暗周期为16 h/8 h。

1.2.2茎段初代培养基的筛选以F14为基本培养基，附加0.5 mg/L细胞分裂素6-苄基嘌呤（6-BA）、0.2 mg/L生长素3-吲哚丁酸（IBA），进行基本培养基筛选试验；以F14为基本培养基，附加不同浓度的6-BA、IBA，组成16种处理组合（表1）。每个处理接种10个外植体，3次重复。茎尖培养 30 d 后统计结果。

1.2.4生根培养基的筛选当芽在诱导培养基上生长到 2 cm 左右时，从幼芽的基部切下，接种在以1/2MS为基本培养基，附加生长素IBA、GA3组成的8种处理中（表3），每个处理接种10个芽，3次重复，30 d后统计结果。

1.2.5移栽当苗高3 cm以上时，将试管苗培养瓶转移至室外散射光下炼苗，3 d后用清水洗去黏附在试管苗根部的琼脂，定植于装有蛭石的苗床中。栽好后，立即用洒壶浇足水，并扣上塑料小拱棚保温、保湿，注意每天喷水。10 d后，当试管苗长出新根、新芽时，逐渐揭开小拱棚通风、降温，增加光照时间，15 d后去掉薄膜，20 d后可喷施0.1%营养液。当小苗在苗床上生长1个月左右、植株抽出2～3张新叶、根系发达、叶片浓绿、生长旺盛时，即可移入富含有机质、排水良好的苗圃地定植。小苗移到大田时注意遮阴、浇透水、保墒，待缓苗3～4 d后再揭去遮阴物。根据试管苗根长的不同进行分级：A级，≤0.5 cm；B级，0.5～1.5 cm；C级，1.6～2.5 cm；D级，2.6～3.5 cm；E级，3.6 cm及以上。根据试管苗根数的不同进行分级：1级为1～2条；2级为3～4条；3级为5条及以上。

1.2.6统计数据增殖系数：单个外植体在1个培养周期内增殖形成的嫩茎数（>0.5 cm）。其他数据计算方法如下：

生根率=生根植株数/植株总数×100%；

生根系数：单个植株的生根数；

生根效应=生根系数×单个植株平均长度（cm）。

2结果与分析

2.1初代培养

在本试验中，以处理11培养基组合对芽的分化最为有利，为初代培养的最佳激素组合。

2.2继代培养

由表4可见，在设计的9种激素组合中，GF677的增殖系数都超过4.00，以处理7最高，达到5.90，且苗粗壮、叶片浓绿，不仅有利于试管苗的增殖，而且大大提高了粗壮苗的比例。

2.3生根培养

由表5可见，8种不同激素组合的生根培养基中，7种GF677生根率均超过50%，其中处理4、处理3生根率达到80%以上，处理3生根率最高，为89.40%。

2.4移栽

由表6可以看出，总体移栽成活率约为60%，移栽过程中不同根长、根数处理对移栽成活率有一定影响，根长越长、根数越多，移栽成活率也相应越高。

3结论

由本试验结果可知，桃抗重茬砧木GF677茎段初代最佳培养基为F14+1.0 mg/L 6-BA+0.1 mg/L IBA；继代增殖最佳培养基为F14+1.0 mg/L 6-BA+0.1 mg/L IBA+0.1 mg/L GA3；不定芽在1/2MS+1.0 mg/L IBA生根培养基上培养30 d 后生根率为89.40%，移栽成活率达60%。

参考文献：

[1]李勇，朱更瑞，方伟超，等. 桃设施栽培研究进展[J]. 江苏农业科学，2014，42（7）：162-166.

[2]陈尚平，苏家乐，何丽斯. 我国观赏桃的栽培起源和发展[J]. 江苏农业科学，2014，42（3）：128-130.

[3]蔡婧茹. 我国26个观赏桃花主推品种的特征特性、栽培技术和生产应用[J]. 江苏农业科学，2014，42（4）：146-148.石小兵，杨航，赵致，等. 三叶木通的组织培养和多倍体诱导[J]. 江苏农业科学，2016，44（5）：69-71.

马蓝组培快繁技术研究 篇6

1 材料与方法

1.1 试验材料

供试外植体为马蓝植株嫩梢, 由独山县甲里镇提供。

1.2 试验方法

1.2.1 消毒。

将采回的生长健壮、无病虫害的外植体嫩梢剪去叶片, 用洗衣粉清洗干净, 置于流水中冲洗0.5~1.0 h, 无菌水冲洗2次, 在超净工作台上 (经紫外光灭菌30 min) , 用75%酒精浸泡30 s, 无菌水冲洗2次;再用0.15%的Hg Cl2浸泡10 min, 无菌水冲洗5次;用灭菌滤纸吸干表面水分后, 将外植体切取0.5~1.0 cm的茎梢和带腋芽茎段, 接种到经过高温灭菌含有不同激素用量和配方的诱导培养基中。

1.2.2 培养基。

以不同浓度的MS为基本培养基, 根据不同阶段的培养目的, 添加不同种类、浓度和配比的植物生长调节剂和蔗糖20%~30%, 琼脂0.5%, p H值5.8, 设置不同浓度、配比处理 (表1) 。

1.2.3 培养条件。

培养室温度20~25℃, 光照强度2 000~3000lx, 光照时间12 h/d。

1.2.4 移栽。

当生根幼苗根长至1 cm以上时, 在室内打开瓶盖炼苗3~5 d;将生根植株从瓶中取出, 洗净根部粘附的培养基, 栽植于装有砂质壤土的营养袋或苗圃地中;浇透水, 搭小拱棚覆盖塑料膜保湿, 每隔2~3 d少量浇水, 以保持土壤湿润。当幼苗长出新叶后缓慢增加光照, 降低湿度, 直至完全见光, 然后进行常规管理。

2 结果与分析

2.1 外植体的诱导

马蓝嫩梢可不经过愈伤组织直接诱导丛生芽, 不同培养基及激素组合丛生芽诱导率不同, 生长表现不同。从表1可以看出, 1/2 MS培养基的诱导效果优于MS培养基, 其中以1/2 MS+6-BA 0.3 mg/L+IBA 0.4 mg/L+MAP 200 mg/L的培养基 (含蔗糖20 g/L、琼脂5 g/L, p H值5.8) 的诱导效果最好, 诱导率达90%。接种7 d后顶端抽出新芽, 腋芽开始萌发;培养40 d后, 分化出的丛生芽长势好、伸长快、易于分切, 便于进行继代培养。

2.2 继代增殖培养

因初代诱导培养获得的试管苗数量有限, 还需经过多次继代增殖培养以获取大量增殖的无性材料, 达到快速无性繁殖的目的。在继代增殖培养中, 芽的增殖速度是离体快繁中最为重要的一个问题, 增殖速度快在生产中才有应用价值, 决定增殖速度的最主要因子是材料本身的生理生化状态, 外植体的生理生化状态可通过适当的生长调节剂去调节, 也可通过及时继代培养得到改善。激素的浓度和种类对接种的芽分化出芽、伸长和生长情况的影响比较明显。不同浓度6-BA对芽增殖的效果不同, 随着6-BA浓度的增加, 芽的增殖倍数不断增加, 芽的长度则表现为随浓度升高而降低, 壮苗效果在减弱, 芽体生长受到抑制, 部分芽苗出现玻璃化的现象 (表2) 。

将诱导出的丛生芽切成0.5~1.0 cm的茎梢和带腋芽茎段接种于含有不同浓度生长调节物质的芽增殖培养基上, 1周后基部开始膨大, 茎段叶腋处萌发出多个侧芽。结果表明:芽的增殖倍数还与芽的长度有关, 芽越长腋芽越多, 增殖倍数也越高。因此, 选择分化率为100%、增殖倍数达5.6倍的MS+蔗糖30 g/L+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L+MAP100 mg/L培养基作为丛生芽增殖的最佳配方, 既可保证较高的增殖倍数, 又可降低芽苗的玻璃化。

注:蔗糖为30 g/L, 生长素IBA如同表1也做了不同浓度的继代增殖试验, 效果略差于NAA。

2.3 生根培养

将丛生芽中株高2 cm以上的单芽剪下, 切割成1.5~3.0cm的茎梢和带腋芽茎段, 置于含不同浓度生长素和MAP的培养基上诱导生根。从表3可以看出, 芽苗在5种不同的生根培养基上均能诱导生根, 其中以1/2 MS+蔗糖20 g/L+IBA 0.6 mg/L+MAP 20 mg/L的培养基效果最好, 接种8 d左右开始生根, 15 d后生根达高峰, 20 d后根系发育良好, 每株苗有5~13条根, 根长1~3 cm, 生根率可达100%。

注:蔗糖为20 g/L。

2.4 炼苗移栽

试管苗生根培养20 d左右植株形成完整根系后, 在散射自然光下炼苗3~5 d, 即可移栽到经过土壤消毒剂消毒的苗圃中, 移栽后用1 000倍多菌灵叶面喷施灭菌。成活率达95%以上, 期间除注意保温、保湿、适当遮荫外, 土壤湿度不宜太大, 避免幼苗死亡。

3 结论与讨论

植物组织培养中常用MS培养基, 培养基中外源激素的种类和浓度及不同的配比组合对植物外植体的诱导及分化起着重要作用。长期以来, 人们广泛地把生长素和细胞分裂素运用于组培中, 两者的比例决定着根和芽的分化。一般来说, 当其比值高时, 有利于长根, 低时有利于长芽, 中间有利于愈伤组织的诱导和分化。本试验针对马蓝的诱导、增殖、生根等不同阶段的培养目的, 选用不同的生长调节物质细胞分裂素6-BA、生长素NAA和IBA、赤霉素GA3, 又根据马蓝苗期需氮肥较多的特点, 添加MAP和LH含氮量高的营养剂, 附加蔗糖20%~30%, 琼脂0.5%, p H值5.8以不同浓度的MS为基本培养基的基础上, 设置不同浓度、配比处理50余种, 进行了大量的试验和研究, 从中找出适合马蓝不同阶段培养的最隹培养基。试验表明, 马蓝嫩梢组培诱导比较易分化出芽, 可不经过愈伤组织直接诱导丛生芽, 再通过反复切割试管苗茎段, 并利用其腋芽萌发形成再生植株及基部膨大出现丛生芽, 可达到快速无性繁殖的目的。由于这种方法不经过愈伤组织诱导和再分化阶段, 因而可避免培养过程中所导致的性状变异, 可成功培育出马蓝植株, 并应用于生产。研究发现, 移植到田间的马蓝组培苗基部萌芽能力强、生长整齐旺盛、叶色浓绿, 降低了生产上单位面积的用苗量, 获得了比较令人满意的结果。

参考文献

[1]李秋菊.冬季栽培马蓝正当时[J].特种经济动植物, 2006, 9 (11) :30-31.

[2]榻雪梅.南板蓝根的现状与后市预测[J].中国现代中药, 2008, 10 (8) :42-43.

[3]张丽梅, 陈菁瑛, 陈熹.马蓝未成熟种子的组织培养[J].植物生理学通讯, 2007, 43 (3) :521.

[4]张良彪, 罗春梅.浅议植物组织培养技术在药用植物生产上的应用[J].楚雄师范学院学报, 2008 (12) :56-59.

[5]刘杰, 韩晓弟, 汤银川, 等.海洋植物组织培养技术研究进展[J].安徽农业科学, 2009 (19) :8860-8862.

木薯组培快繁技术研究 篇7

关键词：木薯,组织培养,快速繁殖,激素,培养基,影响

木薯(Manihot Esculenta Crantz)又称木番薯、树薯,属大戟科木薯属植物,块根淀粉含量可达25%～35%,享有“淀粉之王”的美称。木薯不仅是一种重要的经济作物,而且也是一种极具开发潜力的能源作物,已列为国家重要的战略资源[1,2,3]。

福建省是我国木薯的一个主要产区,属于粤东—闽西南优势范畴,具有良好的种植基础及发展空间。据统计,全省现有木薯栽培面积约1.67万hm2,主要分布在闽中南、闽西南一带,促进了当地经济的发展和农民的增收。长期以来,木薯一般采用成熟的茎段进行繁殖,不仅繁殖系数低、周期长,而且长期种植相同的品种,导致种性退化,产量下降;此外,受不良环境的影响,冬季种茎贮藏时易受潮腐烂,春季种植时若遇干旱或倒春寒,则会影响种茎的萌发率,大大地影响了木薯优良品种的推广速度。为此,开展木薯组培快繁技术的研究,在短期内生产出大量的优质种苗,旨在为加快木薯优良新品种在福建省的辐射推广服务。

1 材料与方法

1.1 试验材料

供试木薯采自福建省农业科学院甘蔗研究所木薯种质资源圃。

1.2 试验方法

1.2.1 外植体建立。

选择健壮无病虫害的茎段,用自来水冲洗干净,在超净工作台上,切成带2～3节的茎段,在70%酒精中浸泡30 s后,用0.1%HgCl2溶液浸泡消毒10 min,再用无菌水冲洗4～5遍,最后用无菌滤纸吸干表面水分,接种于诱导培养基中。

1.2.2 丛生芽增殖培养。

选取健康诱导苗,以MS为基本培养基,添加BA、NAA、GA3等不同浓度组合进行最佳增殖配方筛选试验,具体的浓度组合及处理设计见表1。

1.2.3 生根培养。

以MS或1/2 MS基本培养基,结合不同NAA浓度组合进行诱导不定根的配方筛选试验,具体的浓度组合及处理设计见表2。

1.2.4 移栽。

假植基质为砂壤土+蘑菇土,二者比例为2∶1。

1.2.5 培养条件。

蔗糖3%,琼脂0.7%,pH值5.8,培养室温度(25±1)℃,光照强度1 500～2 000 lx,光照时间10～12 h/d。

2 结果与分析

2.1 木薯外植体的诱导

将消毒好的外植体切成带1～2个腋芽的茎段,接在MS+BA 4.0 mg/L+NAA 0.1 mg/L培养基上诱导,培养7 d后,茎段的腋芽开始膨大,10 d后萌发生长,30 d后再转入增殖培养基中培养,即可分化出丛生芽。

2.2 不同浓度的激素组合对木薯丛生芽增殖的影响

由于诱导出来的腋芽比较细少,需要一个增殖壮苗的过程,合理的激素组合有利于芽的增殖及壮苗。从表3可以看出,在木薯丛生芽的增殖培养中,BA与NAA的浓度决定其增殖与愈伤组织的生成情况,在一定范围内随着浓度的增加,增殖率提高,愈伤组织减少;通过添加GA3,在一定程度上可以抑制愈伤组织的生成,但同时也抑制芽的生长。因此,选用BA 2 mg/L+NAA 0.05 mg/L培养基作为丛生芽增殖的最佳配方,既可保证较高的增殖率及芽生长的整齐度,又可避免产生较多的愈伤组织。

2.3 不同培养基对木薯组培苗生根的影响

试管苗的生根诱导效果因培养基、生长素的不同而存在差异。从表4可以看出,在不同组合处理的培养基中诱导,生根效果及长势都很好,生根率达到100%;MS决定着苗的生长势,1/2 MS+NAA 0.2 mg/L培养基配方最有利于木薯试管苗的诱导生根。

2.4 试管苗移栽

待苗长至高5～6 cm、真叶3～4片时,将生根苗搬至炼苗棚,在自然光的条件下培养10～15 d,直至叶片由浅绿转为深绿、细弱茎变粗、根系发达多分叉时,轻轻洗去基部附带的培养基,移栽于砂壤土与蘑菇土比例为2∶1的混合基质中,浇透定根水,适当遮荫,注意通风,保温保湿,每隔7 d喷1次1 000倍多菌灵和链霉素针剂,预防小苗猝倒病,成活率达94%。

3 结论与讨论

试验研究结果表明,在木薯组培的增殖阶段,BA和NAA的浓度影响试管苗的增殖生长及愈伤组织的生成,在一定范围内随着浓度的升高,增殖率提高,愈伤组织减少,通过添加一定浓度的GA3,可有效减少愈伤组织的生成,但其原理和添加量还有待进一步的研究与探讨[4,5,6,7]。木薯耐旱耐瘠、抗性强、淀粉含量高,是一种重要的热带和亚热带经济作物,同时也是一种极具开发前景的能源作物。因此,木薯作物的大力发展,对于维护国家的粮食安全和能源稳定必将起到积极的作用。

参考文献

[1]罗振敏,吴页宝,胡平华,等.木薯高产栽培技术[J].现代园艺,2009(10):45.

[2]卢庆南,陆宇明,莫彬,等.广西木薯产业发展现状与对策[J].农村经济与科技,2008,19(12):66-68.

[3]国务院办公厅.国务院办公厅关于促进我国热带作物产业发展的意见[J].中国热带农业,2010(6):4-5.

[4]姚庆荣,郭运玲,孔华,等.影响木薯芽器官发生及植株再生的因素[J].安徽农业科学,2010(30):16781-16783.

[5]李斌,黄永才,覃剑峰,等.多效唑在木薯组培苗诱导生根的应用[J].广西热带农业,2008(3):4.

[6]王润珍,张燕玲.木薯良种———“南植188”的组培快速繁殖研究[J].广西植物,1991,11(4):324-327.

红掌组培快繁技术研究概况 篇8

1红掌腋芽培养及植株再生

利用植物组织培养技术是快速繁殖大量优质种苗的首选途径。红掌组织培养大多选用顶芽、茎段、叶片、叶柄为外植体,脱分化形成愈伤组织,继而再分化形成再生植株,再生途径主要为器官间接发生途径。此再生体系周期较长,且后代遗传稳定性不高,而直接器官发生途径不仅能直接快速分化不定芽,且能保持较好的遗传稳定性,以红掌腋芽为外植体就属于此种类型。

1.1红掌腋芽初代培养外植体处理方法的选择在红掌的再生体系建立的过程中,大多数外植体均选用叶片、叶柄,因其易灭菌,再生体系易建立,虽然建立周期普遍比较长,均需2~3月。而红掌腋芽因含有内生菌难以彻底灭菌,采用常规升汞灭菌难以达到理想效果,这主要是由于红掌为热带植物,茎段、腋芽部位含有大量内生菌,升汞灭菌结合酸化的培养基可有效解决以上问题。

1.2红掌腋芽初代培养外植体类型的选择外植体是影响组织培养再生体系建立的重要因素之一,红掌组织培养采用的外植体种类较多,主要有叶片、叶柄、茎尖、侧芽、根、苞片、花序轴等,其中叶片和叶柄是普遍的外植体类型。何贵整等人研究结果认为红掌较幼嫩的外植体较容易诱导出愈伤组织,且嫩叶的叶柄比叶片更容易诱导出愈伤组织,但时间较长,约60d。

1.3激素条件对红掌腋芽初代培养的影响激素条件不仅影响着红掌腋芽分化能力,同时还决定着不定芽分化的途径。在适宜的培养基条件下,红掌腋芽能通过直接器官发生途径直接产生不定芽,试验证明,当培养基中添加细胞分裂素6-BA 1.0mg/L、生长素IBA0.1mg/L,此种培养基能很好地诱导腋芽分化。

2红掌组培苗继代培养与壮苗技术

在植物组织培养过程中,通过继代培养可扩繁获得大量种苗,从前人的研究成果来看,红掌的组织培养研究正不断完善,再生系统已基本建立,但仍存在繁殖速率不高、再生系统慢的问题,继代过程中,光照条件与激素条件是影响组培苗增殖与壮苗的主要因素。

2.1红掌组培苗增殖培养过程中激素条件的选择

红掌组织培养继代增殖大多是愈伤组织产生丛生苗的过程,郑学平等研究表明,红掌增殖最佳外植体为短芽(≤1cm)。郭云贵等研究表明,继代培养采用不定芽为实验材料时,芽增殖倍数随着天数的增加而增大,缺点是耗时较长。

2.2红掌组培苗壮苗培养过程中激素条件的选择

继代过程中选择组培苗单芽为外植体,继代之后,可以用壮苗培养基1/2MS+ZT 0.5mg/L+IBA 0.1mg/L进行壮苗培养,既可缩短培养时间,又可提高繁殖系数,有效降低生产成本。

3红掌组培苗生根条件的优化

组培苗的生根是红掌组培快繁过程的一个重要组成部分。根据调查,红掌诱导试管苗生根过程的费用占试管苗总生产费用的35%~45%,优化生根培养基能有效降低生产成本。

3.1生长素对红掌生根的影响IBA和NAA对诱导红掌组培苗生根均有一定的影响,王进茂等研究认为不定芽生根有2种情况:一种是正常向下的根,另一种是向上的气生根。向下的多为短粗状,近似愈伤组织,移栽成活率低,但添加活性炭的基质能抑制此现象。

3.2红掌生根条件的优化研究表明,诱导红掌生根的最优培养基组合为NAA 0.2mg/L,IBA 0.5mg/L,活性炭0.5g/L,蔗糖30g/L,此组合生根诱导时间短,20~30d可完成生根;蔗糖浓度对红掌生根能力的影响较小,在大规模生根实践生产中可减少糖类的用量,甚至不加糖类,以减少生产成本,这与石兰英等研究结果基本一致。

4结语

综上所述,红掌的组培快繁技术研究取得了长足进步,国内改良的目标性状达到扩展。另外,相对大田农作物,基因修饰的观赏植物审批政策相对宽松,受公众认知局限的影响较小,所以更适合大范围应用。相信在不久的将来,红掌的生产体系将会更加完善,其品质会进一步满足消费者的需求。

摘要：红掌作为一种室内观花观叶皆宜的花卉,颇受消费者青睐,其供不应求的问题愈发明显,利用组织培养技术快速繁殖红掌苗已成为红掌生产应用中的重要课题。本文围绕红掌的腋芽培养、继代培养、生根条件3个方面作了详细叙述,明确了红掌组培快繁技术研究的相关内容,发展前景。

关键词：红掌,外植体,组培快繁,遗传转化

参考文献

[1]韩伟,马丽霞.红掌组织培养技术研究进展[J].林业科学,2013,2:172-173.

落新妇组培快繁技术研究 篇9

1 材料与方法

1.1 试验材料

采用引种驯化成功的落新妇种子作外植体,再以此培育的无菌落新妇植物的叶片进行组培试验。

1.2 试验方法

1.2.1 外植体消毒。

将落新妇种子处理后,在培养的培养中,10 d后观察不同培养基中种子的污染情况。把无病虫害的落新妇种子在20℃左右温水浸泡30 min,浸泡洗洁精30 min(同时流水处理)[1],在操作台紫外灯处理30 min,无菌条件下用75%酒精溶液浸泡10 s,无菌水冲洗1~2 s,再用0.1%升汞溶液消毒5.5 min,取出用无菌水冲洗2~3次,用消毒滤纸吸干后切块,均匀撒种于培养基上,污染率最低。

1.2.2 外植体培养。把种子放在培养基上25 d后,将长成的小苗进行转接、扩繁。

1.2.3 培养基及培养条件。

以MS作为初代培养、增殖培养和生根培养的基本培养基,然后在培养基中加入蔗糖30 g/L和琼脂7.2 g/L。培养温度(25±2)℃,光照强度3000 lx,光照时间12 h/d,p H值均为5.8。

1.2.4 初代培养。

以MS为基本培养基,附加不同浓度的6-BA(0.5、1.0、2.0 mg/L)、2,4-D(0.1、0.2 mg/L)进行组合,每种培养基接种30个外植体。

1.2.5 增殖培养。

在增殖培养基上接种诱导出来的芽,附加不同浓度的6-BA(0.3、0.5、0.7、1.0 mg/L),2,4-D 0.1 mg/L,每种培养基分别接种30瓶,观察记录增殖效果。

1.2.6 生根培养。在1/2MS培养基上分别添加不同浓度的NAA(0.1、0.5 mg/L)与2,4-D(0.1、0.5 mg/L)进行诱导生根,并在生根过程中进行比较,观察试管苗生根情况。

2 结果与分析

2.1 不同消毒方式对外植体的影响

在落新妇种子处理后10 d后观察不同培养基中种子的污染情况。从表1可以看出,把无病虫害的落新妇种子在20℃左右温水浸泡30 min,浸泡洗洁精30 min(同时流水处理),在操作台紫外灯处理30 min,用75%酒精溶液浸泡10 s,0.1%升汞溶液处理5.5 s的处理污染率最低,仅为14.28%[3]。

2.2 不同激素配比对芽诱导的影响

在落新妇叶片芽诱导过程中,叶片均可在15 d左右形成愈伤组织从而诱导出芽。从表2可以看出,A3培养基(MS+6-BA 0.5 mg/L+2,4-D 0.1 mg/L)芽诱导率明显高于其他,且芽生长健壮、叶色绿。

2.3 芽的增殖

从表3可以看出,当6-BA分别为0.3~1.0 mg/L时,添加0.1 mg/L的2,4-D,芽均能增殖,增殖倍数在4.5倍以上。从芽苗的增殖倍数、苗的长势等综合因素考虑,最终试验得出最适增殖培养基为MS+6-BA 0.5 mg/L+2,4-D 0.1 mg/L(图1)

2.4 生根培养

将1~3 cm高的落新妇试管苗接种于添加0.1、0.5 mg/L的NAA或0.1、0.5 mg/L的2,4-D的1/2 MS培养基中,15 d开始生根,25 d进行观察。从表4可以看出,0.5 mg/L的NAA较低浓度(0.1 mg/L)的效果好,能缩短试管苗生根时间,根粗壮。而0.1、0.5 mg/L的2,4-D生长的根系一般(图2)。

2.5 试管苗移栽

为了提高移栽成活率,应将试管苗放在自然光下炼苗2~3 d,洗净小苗的根部,移栽在腐殖土的苗床上,注意遮荫保温,成活率一般可达到80%以上。

3 结论与讨论

铁皮石斛组培快繁技术的研究 篇10

野生铁皮石斛对生长条件要求苛刻,自然条件下种子萌发率较低,加之过度采挖,如今野生资源匮乏,已成为了濒危物种。铁皮石斛传统的无性繁殖系数低,无法满足大规模栽培的需求[8]。因此,探寻快速有效的繁殖方法势在必行。该文以铁皮石斛茎段为材料,研究不同的培养基种类、植物生长调节剂及浓度对其发根、生长和增殖的影响,并对试管苗驯化后适宜的栽培基质进行了筛选,旨在提高铁皮石斛的繁殖系数和移栽成活率,为工厂化育苗提供科学依据。

1 材料与方法

1.1 材料

试验所用材料为2007年引自浙江乐清铁皮石斛。

1.2 方法

1.2.1外植体消毒体系的建立

选择长势旺盛的幼嫩枝条,除去所有叶片,切取除顶芽外的幼嫩茎段作为外植体。把经过预处理的材料在无菌条件下,放入75%酒精中,约30s后用无菌水冲洗2~3遍,再用0.1%的升汞浸泡,消毒时间分别为2、4、6、8和10min,共5个处理,消毒过程中,轻轻晃动三角瓶,使药液与外植体充分接触,然后用无菌水冲洗5遍。将材料切成1cm左右的茎段,接种于配制好的培养基中,每组接种10瓶,每瓶1个茎段,重复3次,7d后统计成活率。

1.2.2 不同基本培养基对铁皮石斛生长的影响

选择MS、B5、SH和White为基本培养基,各添加BA 2.0 mg·L-1、NAA 0.5 mg·L-1、蔗糖30.0g·L-1及琼脂粉5.5g·L-1,共4 个处理。pH5.8,培养温度为25℃,光照强度2 000lx,光照时间16h·d-1,每个处理接种5个带节的茎段,培养60d后统计试管苗鲜重、干重和株高。

1.2.3 BA和NAA组合对铁皮石斛丛生芽增殖的影响

以MS为基本培养基,加入BA和NAA,其浓度分别为0、1.0、2.0、3.0mg·L-1和0.5、1.0、1.5mg·L-1,两者完全随机组合,以空白为对照,附加蔗糖30.0g·L-1和琼脂粉5.5g·L-1,pH5.8,培养条件及调查方法同1.2.2。

1.2.4 IBA浓度对铁皮石斛生根的影响

以MS为基础培养基,附加蔗糖20.0g·L-1、琼脂粉5.0g·L-1和活性炭1.0g·L-1,再加入浓度分别为0、0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0、4.0、5.0和6.0mg·L-1的IBA,pH5.8,共10个处理,培养条件及调查方法同1.2.2。

1.2.5试管苗移栽基质的选择

打开已发好根的试管苗培养瓶盖,注入一定量的自来水,在驯化室炼苗3~4d,用温清水洗净根部的培养基,分别移栽到草炭土、河沙、蛭石、苔藓中,共设置4个处理。基质事先灭菌后使用,移栽的铁皮石斛放于塑料小拱棚内,覆盖40%双层遮阳网,白天温度控制在25℃左右,夜间23℃左右,空气相对湿度最初为100%,然后慢慢降低,15d后揭去塑料膜,进行常规管理,45d后调查成活率和生长状况。

1.2.6数据分析

采用Excel和SPSS 17.0邓肯氏新复极差法进行比较分析,显著水平P≤0.05。

2 结果与分析

2.1 不同消毒时间对铁皮石斛成活率的影响

使用同一浓度的酒精对铁皮石斛嫩茎消毒30s后,随着升汞消毒时间的不同,外植体的成活率不同。从表1可以看出,升汞消毒时间过长或过短均不利于芽的成活。在消毒6 min时,成活率最高,达到85%。

2.2 基本培养基种类对铁皮石斛增殖的影响

所有处理的外植体在培养15d左右时,节间的腋芽开始突出,并逐渐伸长,但是分化的数目不多。新长出的小芽一般为黄绿色,随着培养时间的延长逐渐转为深绿色,而后继续生长成深绿色的成苗。

从表2可以看出,在MS和SH培养基中,铁皮石斛的成苗数、鲜重和干重显著高于White和B5培养基,两者之间无显著差异;MS培养的节数和株高显著高于SH、B5和White;MS培养基中芽数分化最多,达到2.08 个,显著高于SH和White培养基,但是与B5之间差异不显著。

调查发现,SH培养基中大部分成苗弱小、叶色发黄、生长势较弱,相比之下,MS培养的试管苗颜色深绿,生长旺盛。综上所述,铁皮石斛丛生芽的诱导和生长要求营养成分比较全面的培养基,而B5和White培养基成分简单,不利于健壮芽的诱导和生长。

注:小写字母为0.05显著水平的多重比较结果。下同。Note:The lowercases mean significant multiple comparisons at 0.05level.The same below.

2.3 激素种类和浓度对铁皮石斛增殖的影响

以MS为基本培养基,分别添加不同浓度的NAA和BA,以空白为对照,比较不同浓度配比对铁皮石斛增殖的影响。从表3可以看出,在增殖芽数方面各处理间差异不明显,都有一定数量的增殖。处理3与处理8以及处理4与处理5的株高无显著差异,但显著高于其它处理。处理3的鲜重与处理8无显著差异,但显著高于其它处理。处理3与处理8的干重无显著差异,且二者显著高于除了处理10以外的其它处理。从经济方面考虑,选择处理3,即MS+1.0mg·L-1BA+0.5mg·L-1NAA为铁皮石斛增殖的适宜培养基。

2.4 生长素浓度对铁皮石斛生根的影响

除对照外,不同的IBA浓度处理,其铁皮石斛的生根率均达到100%,但对根和地上部的生长有差异。从表4可知,3.0mg·L-1的IBA诱导出的铁皮石斛根最多,达到14条,根长、根鲜重和干重均显著高于其它处理。通过调查地上部的生长状况发现,3.0 mg·L-1IBA处理的株高、地上部鲜重及地上部干重也明显优于其它处理;2.0mg·L-1IBA处理的成苗数最多,与0、1.5、2.5、3.0、5.0、6.0mg·L-1IBA处理间无显著差异;4.0mg·L-1IBA处理的丛生芽数最多,与0和1.0mg·L-1IBA处理间差异显著,而与其它处理间差异不显著(见表5)。

2.5 移栽基质对铁皮石斛试管苗生长的影响

试管苗因一直生活在无菌、温湿度适宜、营养物质充足的培养基中,对外界环境的适应性较差,因此,选择适宜的栽培基质对提高其移栽成活率至关重要。试验对石斛试管苗在4种栽培基质中的生长状况进行了比较。由图1可知,单独使用苔藓作为铁皮石斛试管苗移栽的基质,其成活率高达96.3%,生长发育状况最好;其次为蛭石,移栽成活率达到90.6%,但幼苗的颜色发黄、细弱;草炭土和园土虽富含无机和有机元素,但其透水、透气性差,移栽成活率较低。因此,铁皮石斛试管苗驯化移栽的最适基质为苔藓。

3 结论与讨论

铁皮石斛常年生活在高温高湿的环境中,且与一些菌类有共生关系,所以外植体上容易滋生杂菌。用漂白粉等常规方法对外植体消毒效果不理想,因而选用杀菌效果较强的0.1%升汞进行消毒,并适当延长杀菌时间效果较好,但切忌时间过长不利于外植体的成活。

植物生长调节剂是培养基中的关键成分,虽然用量很小,但在植物组织培养中起着重要的调节作用[9]。组培中通常使用的激素有生长素和细胞分裂素,而NAA和6-BA组合常用于诱导原球茎,该试验研究了NAA和6-BA组合对铁皮石斛增殖的影响,结果表明NAA与6-BA组合诱导丛生芽效果比单用NAA好,MS+1 mg·L-1BA+0.5mg·L-1NAA的组合对铁皮石斛增殖效果最佳。因此,生长素和细胞分裂素的浓度对铁皮石斛形态分化起着极其重要的作用。