脂肪因子

脂肪因子（共7篇）

脂肪因子 篇1

代谢综合征(metabolic syndrome,MS)是一组症候群,主要特征包括高血压、胰岛素抵抗、中心性肥胖、糖耐量下降、低高密度脂蛋白胆固醇、高三酰甘油血症等。肥胖是其主要病因,还受精神因素、环境因素和遗传因素等的影响[1,2]。研究认为,MS患者出现2型糖尿病、心血管疾病的风险大大增加,而成年人心血管疾病的病理发展过程在儿童时期就已经发生,早期检测诊断儿童MS,探讨儿童MS的发病机制对于预防和干预早期MS及其疾病群具有重要作用[3]。

脂肪因子是脂肪组织分泌的激素,在血糖稳态和脂质代谢调控网络中扮演重要的角色[4]。越来越多的研究表明,脂肪组织产生的多种炎症因子引起的机体慢性低炎症状态为MS的发生和发展提供有利条件[5]。MS的发病机制尚未阐明,本研究旨在探讨血清脂肪因子和炎症因子在儿童MS发病中作用。

1 资料与方法

1.1 一般资料

选取2013年8月-2015年6月于青岛市妇女儿童医院儿科收治的儿童代谢综合征50例,做为MS组。符合以下3项及3项以上者即可诊断为MS:①腰围(waist circumference,WC)≥同年龄性别第90百分位值;②三酰甘油(Triglyceride,TG)≥1.24 mmol/L;③空腹血糖(fasting blood-glucose,FBG)>6.1 mmol/L;④高密度脂蛋白胆固醇(high density lipoprotein cholesterol,HDL-C)≤1.03 mmol/L;⑤收缩压(systolic blood pressure,SBP)或(和)舒张压(diastolic blood pressure,DBP)≥同年龄性别第90百分位值。排除使用胰岛素治疗、合并心、肾、肝功能障碍以及合并感染性疾病、慢性疾病、结核患儿;选取同期医院查体儿童50例,做为单纯性肥胖组。符合《中国学龄儿童青少年超重、肥胖筛查体重指数值分类标准》中单纯性肥胖的诊断标准,排除肥胖综合征和继发性肥胖患儿;选择同期医院查体儿童50例,做为正常对照组。体格检查无肥胖,无代谢综合征,排除合并感染性疾病、免疫系统疾病、呼吸系统疾病。3组年龄、性别比较,差异无统计学意义。见表1。

1.2 检查方法

1.2.1 体格检查

采用GMCS-1身高计测量身高,Tgt-100体重秤测量体重,计算体重指数(body mass index,BMI);采用无伸缩性的软皮尺测量腰围和臀围,计算腰臀比;采用水银柱血压计测量血压。

1.2.2 生化检查

取空腹静脉血5 ml,血糖、血脂指标采用德国拜耳公司生产的ADDIA-1650全自动生化分析仪检测,其中FBG采用葡萄糖氧化酶法,总胆固醇(total cholesterol,TC)采用胆固醇氧化酶法,TG采用磷酸激酶氧化酶法,HDL-C和低密度脂蛋白胆固醇(low density lipoprotein cholesterin,LDL-C)采用清除法。

1.2.3 血清脂肪因子

取肘中静脉血3 ml,离心分离血清,置入-80℃冰箱冷冻保存待检,血清脂联素和瘦素均采用双抗夹心酶联免疫吸附法(enzymelinked immunosorbent assay,ELISA)法测定,试剂盒均购自京博雷德生物科技有限公司。

1.2.4 血清炎症因子

取肘中静脉血3 ml,离心分离血清,置入-80℃冰箱冷冻保存待检,血清肿瘤坏死因子-α(tumor necrosis factor-α,TNF-α)、超敏C反应蛋白(high sensitivity C-reactive protein,hs-CRP)、白细胞介素6(Interleukin 6,IL-6)均采用双抗夹心ELISA法测定,试剂盒由美国R&D Systems公司提供。

1.3 统计学方法

采用SPSS 17.0统计软件进行数据分析,计量资料用均数±标准差(±s)表示,多组间比较行单因素方差分析,组间两两比较用SNK-q检验;相关性分析用Pearson相关分析。率的比较用χ2检验,以α=0.05为检验水准,P<0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 3组体格和生化检查结果比较

方差分析显示,3组间体格和生化检查各结果比较,差异有统计学意义(P<0.05);SNK-q检验分析显示,MS组FBG、TC、TG、LDL-C、SBP、DBP、BMI、腰臀比、HDL-C与单纯性肥胖组和正常对照组比较,差异有统计学意义(P<0.05)。其中,MS组FBG、TC、TG、LDL-C、SBP、DBP、BMI、腰臀比高于,HDL-C低于单纯性肥胖组和正常对照组;单纯性肥胖组TC、LDL-C、SBP、DBP、BMI与正常对照组比较,差异有统计学意义(P<0.05),单纯性肥胖组高于正常对照组。见表2。

2.2 3组血清脂肪因子比较

方差分析显示,3组间脂联素比较差异有统计学意义(P<0.05);SNK-q检验分析显示,MS组脂联素水平与单纯性肥胖组和正常对照组比较,单纯性肥胖组与正常对照组比较,差异有统计学意义(P<0.05),其中MS组低于单纯性肥胖组和正常对照组,单纯性肥胖组低于正常对照组;3组间瘦素水平比较,差异无统计学意义(P>0.05)。见表3。

2.3 3组血清炎症因子比较

方差分析显示,3组间血清炎症因子TNF-α、hs-CRP、IL-6比较,差异有统计学意义(P<0.05);SNK-q检验分析显示,MS组TNF-α、hs-CRP、IL-6与单纯性肥胖组和正常对照组比较,差异有统计学意义(P<0.05),MS组高于单纯性肥胖组和正常对照组;单纯性肥胖组hs-CRP、IL-6与正常对照组比较,差异有统计学意义(P<0.05),单纯性肥胖组高于正常对照组。见表4。

2.4 血清脂肪因子、炎症因子与体格、生化检查结果相关性分析

相关性分析显示,MS组血清hs-CRP与TC、SBP、BMI、腰臀比呈正相关,IL-6与TC、DBP、BMI、腰臀比呈正相关,脂联素与TC、LDL-C呈负相关。见表5。

3 讨论

肥胖是MS的一个重要危险因素,体重的增加程度与MS密切相关,儿童肥胖是引起儿童MS的重要原因之一[6]。随着经济条件的改善以及饮食习惯的改变,儿童肥胖的发病率逐年升高,由肥胖引起的代谢异常等并发症发病率越来越高。据报道,在我国已有相当一部分肥胖儿童出现高血压、胰岛素抵抗、糖耐量下降、高三酰甘油血症等肥胖相关并发症[7]。MS是2型糖尿病、心血管疾病的危险因素,严重威胁儿童生命健康。因而,探讨儿童MS的发病机制,从而采取针对性的预防、治疗措施具有重要的意义。

胰岛素抵抗是MS的中心环节,而脂肪因子是衔接胰岛素抵抗和MS的纽带。白色脂肪组织可分泌脂联素、瘦素、抵抗素等多种具有细胞因子结构特点的脂肪因子。这些脂肪因子通过血液循环、自分泌、旁分泌等作用于远处的靶器官,在高血压、糖耐量异常、中心性肥胖等复杂的代谢过程中发挥平衡调节和能量代谢等作用[8]。脂联素是惟一一种当脂肪组织变大时其机体血浆浓度下降的脂肪因子,具有抗内膜增生、增强胰岛素敏感性、抗炎等多种保护作用[9]。本研究结果发现,MS儿童血清脂联素高于单纯性肥胖儿童和正常儿童,且脂联素与TC、LDL-C呈负相关。研究认为,2型糖尿病、肥胖等胰岛素抵抗相关疾病患者体内脂肪组织脂联素m RNA水平以及血液循环中脂联素水平均明显下降[10]。本研究结果显示,脂联素可能是儿童MS的保护因子,可能与其抗炎、改善脂质代谢作用有关。而高TC血症、高LDL-C血症在动脉粥样硬化和血管内皮损伤的发生、发展具有重要的致病作用,脂联素与TC、LDL-C呈负相关,推测脂联素能拮抗TC、LDL-C,在动脉粥样硬化和血管内皮损伤中具有保护作用。瘦素是包含167个氨基酸的蛋白质,是最早分离出来的脂肪因子之一,在免疫功能和糖脂代谢的调节中发挥重要作用,作为脂肪因子的一种,瘦素通过影响血管内皮细胞重构、作用于免疫系统等参与胰岛素抵抗、高血压等疾病的发生[11]。本研究未发现,MS儿童血清中瘦素与单纯肥胖儿童和正常儿童的差异,也未发现瘦素与体格检查和生化检查的关系,可能是由于MS儿童体内瘦素水平的变化出于处于一种过渡阶段或渐变阶段,还未显示出明显的差异[12]。因此,同为脂肪因子,在预测MS方面脂联素更敏感。

脂肪组织中合成的TNF-α、hs-CRP、IL-6等炎症因子能干扰胰岛素受体信号通路,从而影响胰岛素抵抗,参与MS的发生、发展[13]。本研究结果发现,MS组TNF-α、hs-CRP、IL-6均高于单纯性肥胖组和正常对照组,而单纯性肥胖组高于正常对照组,相关性分析显示,MS组血清hs-CRP与TC、SBP、BMI、腰臀比呈正相关,IL-6与TC、DBP、BMI、腰臀比呈正相关。结果表明,MS与低炎症密切相关。人体白色脂肪组织含有少量的血管,肥胖儿童随着脂肪组织的增大,脂肪细胞的增长速度过快,超过脂肪组织中血管的生成速度,脂肪细胞相对缺氧,从而刺激缺氧诱导因子-1及其下游靶基因的表达和线粒体超载,造成细胞的死亡和降解,巨噬细胞分泌增加,产生TNF-α、hs-CRP、IL-6等一系列炎症因子,使机体处于低炎症状态,而肥胖导致的慢性低炎症状态可能是MS发生的直接诱因,有望成为MS的预测因子[14]。

研究认为,儿童MS出现的代谢异常是可以逆转的,除了适当运动、调整饮食结构等建立良好生活习惯的常规早期积极干预外,对于已经出现高血糖、高血脂的MS患儿需要采取适当的药物治疗,而了解儿童MS的发病机制可以为选择合理的药物治疗提供参考依据。本研究结果发现,儿童MS血清脂联素明显降低,TNF-α、hs-CRP、IL-6明显升高,其可以作为判断MS病情和进展的有效指标,对于早期发现儿童MS并进行早期干预具有重要的作用[15]。

摘要：目的 探讨儿童代谢综合征(MS)血清脂肪因子和炎症因子的变化及意义。方法 收集50例MS患儿(MS组),50例单纯性肥胖儿童(单纯性肥胖组)和50例体格检查正常儿童(正常对照组),对3组儿童进行常规体格检查和生化检查,双抗夹心酶联免疫吸附法测定血清脂肪因子包括脂联素和瘦素以及血清炎症因子包括肿瘤坏死因子-α(TNF-α)、超敏C反应蛋白(hs-CRP)、白细胞介素6(IL-6)。分析血清脂肪因子和炎症因子与体格和生化检查结果的相关性。结果 MS组空腹血糖(FBG)、总胆固醇(TC)、三酰甘油(TG)、低密度脂蛋白胆固醇(LDL-C)、收缩压(SBP)、舒张压(DBP)、体重指数(BMI)、腰臀比、TNF-α、hs-CRP、IL-6均高于,高密度脂蛋白胆固醇(HDL-C)、脂联素低于单纯性肥胖组和正常对照组,差异有统计学意义(P<0.05),而单纯性肥胖组TC、LDL-C、SBP、DBP、BMI、TNF-α、hs-CRP、IL-6高于,脂联素低于正常对照组,差异有统计学意义(P<0.05),3组间瘦素水平比较差异无统计学意义(P>0.05);相关性分析显示,MS组血清hs-CRP与TC、SBP、BMI、腰臀比呈正相关,IL-6与TC、DBP、BMI、腰臀比呈正相关,脂联素与TC、LDL-C呈负相关。结论 血清脂肪因子和炎症因子可以作为儿童MS发生、发展的判断指标。

关键词：儿童,代谢综合征,脂肪因子,炎症因子

脂肪因子 篇2

1 胰岛素的一般概况

1.1 Visfatin的发现

2005年日本研究人员Fukuhara等[1]利用差异显示法对2例正常女性志愿者皮下脂肪和内脏脂肪中的8800个c DNA的PCR产物进行筛选, 发现了一个在内脏脂肪细胞特异性高表达的m RNA, 测序结果表明, 该c DNA片段与前B细胞集落增强因子 (pre-Bcell colony-enhanceing factor, PBEF) 的5’非编码区序列相同, 用PBEF的多克隆抗体在COS-1细胞的培养液与细胞裂解液中均检测到该物质的存在。体外研究显示, 在3T3-L1脂肪细胞诱导分化的过程中, PBEF的转录水平显著升高, 并且PBEF蛋白分泌量亦明显增加。因其在内脏脂肪细胞中特异性高表达, 该研究小组将这种由内脏脂肪细胞分泌的细胞因子—PBEF命名为:Visfatin。

1.2 Visfatin与PBEF及Nampt的关系

Vfsfatin与11年前发现的由淋巴细胞分泌的PBEF来源于同一基因片段, Vlefatin的c DNA序列与PBEF相同, PBEF最早在淋巴细胞中被发现, 是B细胞早期分化的一种生长因子, PBEF有促进B淋巴细胞成熟的功能[2]。2006年Wang等研究认为:在细胞内PBEF具有烟酰胺磷酸核糖转移酶 (nicotinamide phosphoribosyltransferase, Nampt) 的活性[3], Nampt是细胞内氧化型辅酶I (nicotinamide ademine dinucleotida, NAD) 的限速酶, 参与调节NAD依赖蛋白脱乙酰基酶Sir2的活性[4]。

1.3 Visfatin的编码基因, 蛋白结构及表达

人Visfatin基因位于染色体7q22.17~q31.33, 长374kb, 包含11个外显子和10个内含子。Visfatm基因5′端可以分成2个片段, 一是长1.4kb、富含GC的近端基因片段, 含有几十转录起始位点, 缺乏TATA及CAAT盒;另一片段为长1.6kb、富含AT的远端基因片段, 含有TATA及CAAT盒及起始密码子, 可以作为远端启动子。Visfatin的氨基酸序列在各物种间具有高度同源性, 为二聚体结构, 分子量52ku[3]。除内脏脂肪外, Visfatin还在骨骼肌、肝脏、骨髓、巨噬细胞、淋巴细胞以及胎膜中均有表达。脂肪细胞的分化可激活Visfatin的表达。Visfatin的表达还受药物、激素和细胞因子的影响。PPAR-α和PPAR-γ激动剂可增加OLETF大鼠脂肪组织Visfatin的表达[5]。但也有研究提出Visfatin的表达不受噻唑脘二酮类影响[6]。通过ELISA方法检测发现, 人体血浆中PBEF水平为 (15.4±1.7) ng/m L[1、5]。

2 Visfatin与糖脂代谢

2.1 Visfatin与糖代谢

在细胞水平, Visfatin能增强3T3-L1脂肪细胞和L6肌细胞对葡萄糖的摄取, 能抑制肝细胞葡萄糖的释放。动物实验表明:快速静脉注射重组Visfatin可以在30min内引起受试小鼠血糖水平的迅速下降, 这种作用呈剂量依赖性。无论是胰岛素抵抗的肥胖小鼠或胰岛素缺乏的小鼠, 应用大剂量的Visfatin均能使血糖水平降低。进一步研究发现, Visfatin还能与胰岛素受体结合, 诱导胰岛素受体, 胰岛素受体IRS-1、IRS-2的酪氨酸残基磷酸化, 激活胰岛素受体, 这与胰岛素的信号转导途径一致。不过Visfatin与胰岛素受体的结合部位上与胰岛素存在差异, 但是其具体结合域尚不清楚[1]。值得注意的是, 虽然Visfatin具有与胰岛素类似的作用, 但小鼠空腹或餐后Visfatin浓度并无明显变化, 与胰岛素存在餐后分泌高峰不同。空腹时血浆Visfatin浓度是胰岛素的10%, 而餐后血浆Visfatin浓度是胰岛素的3%[1]。相对胰岛素而言, Visfatin的这种低浓度对血糖的作用是有限的。

2.2 Visfatin与脂代谢

在细胞水平, Visfatin能增强3T3-LI脂肪细胞和L6肌细胞对葡萄糖的摄取, 抑制H4IIEC3肝细胞葡萄糖的释放, 诱导脂肪前体细胞的分化和脂质积聚, 促进葡萄糖转化为三酰甘油, 诱导三酰甘油在前脂肪细胞的积聚[1]。这提示Visfatin可以通过旁分泌途径作用于内脏脂肪组织, 促进前脂肪细胞的分化和脂质的储存[7]。Smith等对亚裔印度人研究发现:血浆Vsfatin浓度与HDL Apo A1呈正相关[8]。

3 Visfatin与炎症及炎性因子

有报道指出在急性肺损伤动物模型的支气管肺泡灌洗液和脓毒血症患者的中性粒细胞中, PBEF的表达增加[9], 建议将其作为检测肺损伤的指标。体外研究表明, 炎性因子TNF、IL-6可抑制Visfatin基因在3T3-L1脂肪细胞中的表达, 而地塞米松可以诱导Visfatin基因在3T3-L1脂肪细胞中的表达[10]。TNF、IL-6二者均可以显著抑制Visfatin的转录水平, 推测这一作用可能是炎性因子加剧机体胰岛素抵抗的机制之一。Curat等[11]研究认为:在肥胖的病理状态下, 脂肪组织有大量巨噬细胞聚集, 用FACS流体细胞仪方法发现, Visfatin可能来源于巨噬细胞, 可将Visfatin视为促炎因子。Kohzo等[12]研究认为:Visfatin可能与血管内皮功能紊乱有关。近来研究发现, 类风湿关节炎的患者血浆Visfatin水平也较健康群体增高[13]。但也有研究认为:PBEF缺乏与细胞因子分泌性相关的基因信号序列, 也未发现通过经典或旁路途径被分泌, 并且Visfatin在胞核中被发现, 考虑PBEF可能是某些炎性反应中细胞死亡的产物[14]。

4 Visfatin与胰岛素抵抗

有关Visfatin与胰岛素抵抗的关系, 目前仍不十分清楚。Fukuhara等[1]研究认为, Visfatin可以降低血浆葡萄糖和胰岛素的水平, 推测Visfatin可能增加机体胰岛素的敏感性。维也纳医学院的Haider等[15]在一组研究病态肥胖患者体内Visfatin水平的试验中发现体重减轻后血浆Visfatin浓度会有明显下降, 据此认为, 这或许与改变胰岛素抵抗状态有关。但也有学者认为血浆Visfafin水平与胰岛素敏感性无相关[16], Berndt等[7]应用葡萄糖钳夹试验检测361例2型糖尿病及59例年龄及性别相匹配的非糖尿病人群的胰岛素敏感性, 同时测量上述人员的血清Visfatin浓度, 发现Visfatin与机体的胰岛素抵抗并无关联。此外, 在生理条件下Visfatin与胰岛素受体的亲和力类似于胰岛素, 但是人体血浆Visfatin的浓度很低, 只有胰岛素的3%~10%, 且不受空腹及进食的影响[1], 因此, Visfatin增强胰岛素敏感性的可能性尚有争议。

5 Visfatln与肥胖

在最初的研究中, Fukuhara等[1]研究认为, 无论在小鼠或人体中, Visfatin主要在内脏脂肪中高表达, 且与肥胖有关, 其水平与内脏脂肪数量呈正相关, 而与皮下脂肪无关。重度肥胖者血浆Visfatin的浓度高于正常, 而这些肥胖者手术减重6个月后升高的血浆Visfatin浓度明显降低[15]。Chen等[17]也在实验中证实, Visfatin与腰臀比呈正相关, 同时腰臀比是血浆Visfatin水平的独立相关因素。Berndt等[7]通过对183例肥胖患者和健康对照研究发现血浆Visfatin浓度和内脏脂肪Visfatin m RNA表达水平与体质量指数, 体内脂肪含量明显相关, 提示该细胞因子与肥胖相关, 但与内脏脂肪的重量和腰臀比无明显相关。他们还发现:内脏脂肪和皮下脂肪中Visfatin m RNA的表达无明显区别。但对此也存在争议, KIoting等[18]发现Visfatin基因在肥胖的WOKW大鼠和瘦的DA大鼠的表达无明显改变, 认为Visfatin与肥胖和代谢综合征无相关性。

6 Visfatin与2型糖尿病

Chen等[17]对61例2型糖尿病患者和59例性别及年龄配对的非糖尿病患者间进行的试验中发现, 在2型糖尿病患者中血浆Visfatin浓度明显高于非糖尿病患者。印度学者Sreeeedhara等[19]对150例 (男75例, 女75例) 和150例年龄, 性别均匹配的非糖尿病患者的研究中发现血浆Visfatin在2型糖尿病患者中升高, Visfatin与BMI、内脏脂肪含量相关。Lopez等[20]研究发现:2型糖尿病患者血浆Visfatin浓度与胰岛B细胞的凋亡呈负相关。

7 争议与展望

首先, Visfatin能结合并激活胰岛素受体, 具有类胰岛素作用, 但其血液浓度较低, 而且浓度在空腹, 餐后无明显变化。另外, 其促进脂肪的合成, 可能加重肥胖, 所以, Visfatin能否改善胰岛素敏感性还存在争议。其次, Visfatin生成是对胰岛素抵抗的代偿性反映, 还是特异组织炎性细胞活动的标志, Visfatin是否可做为胰岛素抵抗心血管危险的标志性因子。是否是促进腹部脂肪沉积的原因, 这些问题均有待于进一步探讨。第三, Visfatin具有多种生物学效应, 在胞内或细胞核内, Visfatin还具有Nampt的活性, 参与细胞内NAD的合成, 因此该蛋白在胞内名为Nampt, 而在胞外则称作Visfatin/PBEF, 其作用也截然不同, 二者是同一蛋白质, 还是同一基因转录产物的不同修饰形式, 尚需研究。

脂肪因子 篇3

关键词：脂肪细胞因子,能量代谢,胰岛素抵抗,作用机制

脂肪组织主要是由脂肪细胞组成的网状结缔组织, 这种结缔组织还包括前体脂肪细胞、成纤维细胞、免疫细胞以及其它种类的细胞。传统的观点认为脂肪组织仅仅是机体的能量储存库。但是近年来随着肥胖问题及代谢失调导致的疾病与日俱增, 脂肪组织成了广大科研人员关注的焦点, 并且取得一系列的成果。目前认为, 脂肪组织不仅仅可以调节脂肪含量和营养平衡, 而且还是一个比较活跃的内分泌器官。能释放出大量的生物活性物质 (脂肪细胞因子) , 它们在维持能量代谢及心血管的内环境稳定、葡萄糖及脂质代谢、免疫应答等方面发挥重要作用, 并且与肥胖、糖尿病及其并发症有着紧密地联系。

1 脂肪细胞因子及其在能量代谢中的调控作用

目前已发现脂肪细胞因子约有40多种。目前研究较多的有瘦素、脂联素、纤溶酶原激活物抑制物、白细胞介素-6、胰岛素样生长因子以及最近研究发现的抵抗素及血管紧张素受体样蛋白J受体的内源性配体等。本文主要对参与机体能量代谢的脂肪细胞因子瘦素、脂联素及抵抗素加以综述及归纳。

1.1 瘦素 (Leptin) 及其在能量代谢中的调控作用

1.1.1 瘦素及其受体

自1994年发现瘦素以来, 就把它作为一个最重要的调节食物摄取和能量平衡的因子而成为研究的热点。瘦素又称肥胖蛋白, 是由肥胖基因 (obese gene, OB) 编码、白色脂肪组织分泌的一种多肽激素, 含有167个氨基酸, 分子量为16KD。瘦素主要由机体脂肪细胞分泌, 并通过血液循环被运送到机体其它部位与受体 (OB-R) 相结合发挥作用。血液中瘦素的水平反应机体脂肪含量。

瘦素受体 (obese gene receptor, OB-R) 是一种跨膜受体, 属于细胞激肽类Ⅰ型受体, 由胞外的配体结合区、跨膜区及胞内区三部分组成。OB-R有多种亚型, 其中只有OB-RB属于长受体, 通过Jak-Stat信号转导途径发挥信号转导功能[1]。OB-RB介导细胞内的瘦素信号, 在下丘脑和脑干的神经元含量丰富, 控制着进食、代谢和神经内分泌功能。

1.1.2 瘦素与能量代谢

目前多数观点认为, 瘦素的主要作用是通过摄食中枢和能量平衡, 降低食欲, 增加能量消耗, 降低体重和脂肪含量。

瘦素主要是作用于中枢, 通过下丘脑弓状核NPY神经元分泌神经肽Y (NPY) 发挥作用的, 给瘦素补充会产生NPY合成受到抑制, 从而降低食欲, 减少能量摄取, 降低脂肪积累[2]。人体脑脊液中瘦素浓度与血浆瘦素水平有关, 而血浆瘦素水平又与体重指数相关。给瘦素不足的小鼠中枢补充重组型瘦素可以降低小鼠对食物的摄取量及肥胖程度, 外周补充也同样有效, 但是所需剂量较大一些, 说明瘦素通过抑制食欲, 减少能量摄取从而降低体重和脂肪含量。给予脑室注射瘦素会改善胰岛素抵抗状况, 提示, 瘦素可以通过下丘脑调节系统发挥作用, 这种机制可能是激活了肾上腺素能系统[1]。瘦素也可以与胰岛β细胞上的瘦素受体相结合, 抑制胰岛素mRNA启动因子, 降低其表达, 从而抑制葡萄糖刺激的胰岛素分泌, 降低胰岛素水平[3]。尽管绝大多数证据表明中枢神经系统是瘦素作用的主要场所, 抑制脂肪组织中的瘦素受体表达也会导致与瘦素缺乏时相同的许多症状。瘦素还可以直接作用于外周组织如骨骼肌及肝脏而提高胰岛素敏感性[2]。

也有研究认为, 瘦素通过增加耗氧量, 使机体体温升高、活动力增强, 从而增加机体能耗量。给予ob小鼠重组型瘦素后, 其活动和耗氧量增加, 体温升高。提示, 瘦素可以提高代谢率, 增加能量消耗[4]。

虽然与瘦素缺乏症者相比, 瘦素补充能对能量消耗和摄食产生重要影响, 但是对于正常或肥胖高脂血症的小鼠及人来说, 补充瘦素对其症状无明显影响。是否说明了瘦素的主要功能可能是对机体的饥饿状态起监控作用, 而不是抑制脂肪的生成还有待于进一步研究。

1.2 脂联素 (APN) 及其在能量代谢中的作用

1.2.1 脂联素概述

脂联素是脂肪细胞分泌的一种内源性生物活性多肽或蛋白质。最初, 脂联素是在人体皮下脂肪组织、血浆和鼠科动物的脂肪细胞中发现的。人体内的脂联素由244个氨基酸组成, 分子量为30KD。由氨基末端的分泌信号序列 (aa 1-18) 、一段特异序列 (aa19-41) 、一组由22个氨基酸组成的胶原重复序列 (aa 42-107) 及一段球状序列 (aa108-244) 组成。其中球状区是脂联素生物活性的关键部位, 和肿瘤坏死因子TNF-α的结构相似, 脂联素与胶原Ⅷ、X和补体C1q高度同源[5]。脂联素的单聚体和三聚体是其生物活性形式或受体亲和配体, 可以特异性结合骨骼肌或肝脏细胞膜上的G蛋白藕联受体、Ⅰ型或Ⅱ型脂联素受体, 进而调节脂肪酸氧化和糖代谢[6]。

1.2.2 脂联素在能量代谢中的作用

脂联素是一种胰岛素增敏激素, 能够增加胰岛素敏感性, 从而促进葡萄糖的摄取, 改善小鼠的胰岛素抗性和动脉粥样硬化症。APN还可以直接或间接促进脂肪酸的氧化代谢, 并抑制肝脏葡萄糖的异生, 因而起到降低血糖的作用。对人体的研究发现, APN 水平能预示Ⅱ型糖尿病和冠心病的发展, 并在临床试验表现出抗糖尿病、抗动脉粥样和炎症的潜力。

研究表明, APN可以通过提高过氧化物酶体生物激活受体 (PPARα) 靶基因 (CD36、乙酰辅酶A氧化酶及解耦联蛋白2) 的表达, 从而激发PPARα的活性[7]。APN刺激骨骼肌及肝脏细胞的磷酸化并激活AMPK的活性, 同时激活肌细胞ACC磷酸化反应、增强脂肪酸的β-氧化、刺激骨骼肌细胞对葡萄糖的摄取以及乳酸的生成并抑制肝糖原的生成达到降低血糖的目的。而通过显性基因突变体抑制AMPK的活性则会导致前面所述反应受到抑制。结果提示, APN可以通过调节AMPK的活性从而调节葡萄糖的利用及脂肪酸的氧化, 进而在能量平衡的调节过程中起到重要作用[8]。在APN转基因大鼠体内, 降低葡萄糖异生作用的酶类如烯醇式磷酸丙酮激酶以及6-磷酸葡萄糖激酶, 与大鼠肝脏内AMPK磷酸化程度升高是关联的[9]。同时研究认为, 血清中有两种形式的APN, 即低分子量的三聚体和二聚体以及高分子量的复合物。其中高分子量复合物含量呈现出胰岛素的负向调节。与此研究相一致的是, 最新是一项研究表明, 是高分子量的复合物, 而不是APN总量与TZD介导的胰岛素敏感性提高相关[10]。

APN是至今为止发现的唯一一种当脂肪组织容积变大时, 其血浆浓度反而下降的脂肪细胞因子。血清APN水平与BMI、血清胰岛素水平、胰岛素抵抗、甘油三脂、低密度脂蛋白成负相关, 而与高密度脂蛋白成正相关[11]。提示, APN水平降低可能导致高胰岛素血症和高血糖症的发生。而任何影响APN水平的因素包括APN基因突变、基因转录水平的异常调节等可导致APN水平降低, 从而与2型糖尿病、肥胖及血脂紊乱等的发生密切相关。

1.3 抵抗素及其在能量代谢中的作用

1.3.1 抵抗素概述

抵抗素 (Resistin) 是于2001年在小鼠脂肪细胞中被发现的脂肪因子, 是脂肪组织特异分泌的可导致胰岛素抵抗的小分子蛋白, 富含半胱氨酸蛋白质家族中类抵抗素分子中的一员, 富含半胱氨酸和丝氨酸残基, 并且具有独特的半胱氨酸重复结构, 它还是一个由二硫键连接而成的同型二聚体, 分子内的二硫键是维持抵抗素空间构象及其生物活性的重要结构[12]。人的抵抗素基因位于19号染色体, 其mRNA全长为476个碱基, 编码108个氨基酸残基组成的抵抗素蛋白。抵抗素主要是在动物的皮下、附睾和乳腺等白色脂肪组织中表达, 而在棕色脂肪组织中的表达极弱, 在脑、肝、肺、肠、心、肾和骨骼肌等部位几乎无表达, 在垂体等部位的表达则报道不一。人抵抗素在脂肪细胞、胎盘血液的单核细胞和骨髓组织中均有表达, 在骨骼肌、血管平滑肌及内皮细胞等均无表达。且至今为止, 还未在人和动物体内发现抵抗素的相应受体。

1.3.2 抵抗素与能量代谢

最初研究报道, 抵抗素只能在脂肪组织里产生, 且脂肪类型不同, 其基因表达程度也不同, 与白色脂肪组织相比, 棕色脂肪组织中其基因表达程度较小。饥饿状态下抵抗素基因表达降低, 同时血清抵抗素水平也相应降低。与此相反, 肥胖动物体内抵抗素基因及血浆抵抗素含量则呈现高水平状态[13]。结果提示, 抵抗素水平与肥胖成正相关。Steppan[14]等研究发现, 禁食48h后, 小鼠血清抵抗素水平降低, 而进食后, 血清抵抗素水平升高。在遗传性和饮食诱导的肥胖小鼠中, 血浆抵抗素水平升高, 导致胰岛素抵抗。实验证明了补充抵抗素重组蛋白削弱了葡萄糖耐受力和胰岛素的作用, 而给予抵抗素抗体则可以改善甘油酯水平及缓解胰岛素抵抗状况。结果显示, 抵抗素损伤了胰岛素的敏感性, 导致胰岛素抵抗, 表现为高血糖、高胰岛素血症。

临床研究认为[15,16], 抵抗素与胰岛素抵抗指数呈显著正相关, 抵抗素可能损害或抑制β细胞胰岛素的分泌功能, 是升高血糖的另一机制。高血糖通过增加机体氧化应激发生, 诱导内皮依赖性血管舒张功能异常, 非酶促蛋白糖基化形成, 蛋白激酶C活化等途径促进血管病变。Bajaj[17]等研究发现, 血浆抵抗素水平与肝脏脂肪含量成正相关, 降低血浆抵抗素水平, 肝脏脂肪含量也相应降低, 并且可以改善肝脏对胰岛素的敏感性。Kim[18]等研究表明, 胰岛素缺乏型糖尿病小鼠模型抵抗素水平降低, 且补充胰岛素会使脂肪组织抵抗素水平快速升高至正常水平。以上研究结果提示, 抵抗素可通过对胰岛素的抵抗作用对糖和脂代谢进行调节, 并且还可以通过负反馈作用调节脂肪量, 即在脂肪细胞分化过程中抵抗素水平升高, 同时它还可抑制脂肪的形成。Ukkola[19]等在对12对同卵双生子进行100天的过度饮食增肥实验中发现, 抵抗素基因序列与增肥过程中呼吸商的变化有关。呼吸商可以反映脂肪参与能量代谢的程度, 提示, 抵抗素基因序列可能对机体脂代谢产生影响。

抵抗素在人体内对糖代谢的影响功能尚不明确, 人体实验有关抵抗素在糖代谢方面的作用存在着不一致的观点。部分学者认为, 抵抗素水平和SNPs与肥胖、胰岛素抵抗及Ⅱ型糖尿病相关;然而, 另一部分学者则认为它们之间并不存在明显相关性[12]。

在研究抵抗素的作用机制时, Steppan等认为, 抵抗素减弱胰岛素的多种功能, 包括抑制胰岛素信号转导途径中的胰岛素受体及胰岛素受体底物-1分子中酪氨酸残基磷酸化, 使磷脂酰肌醇3激酶和蛋白激酶B的激活减少, 从而引起脂肪细胞的胰岛素抵抗。黄建龙[20]等报道, 高抵抗素血症增加游离脂肪酸 (FFA) 含量引起胰岛素抵抗, FFA可抑制葡萄糖代谢的关键酶-丙酮酸脱氢酶的活性, 从而抑制丙酮酸向乙酰辅酶A的转化, 导致葡萄糖的氧化代谢异常, 从而引起葡萄糖刺激的胰岛素障碍。

2 脂肪因子之间的相互作用

脂肪因子作为机体内生物活性物质, 其作用较为复杂, 各种脂肪因子通过调节能量平衡通路以及相互作用在调控着机体能量代谢 (如图) 。在很大程度上, 脂肪因子间的相互作用主要和胰岛素抵抗有关。目前有关不同的脂肪细胞因子之间的相互作用的研究为数不多, 并且部分离体实验和活体实验研究结果往往存在着矛盾。

研究表明, APN和TNF-α在其合成和活性方面相互制约, 以维持其生物功能的稳定。营养过剩将导致炎症反应通道的激活, 破坏生物功能的稳态, 致使APN表达降低。而APN能够抑制TNF-α及IL-6的表达。相反, Leptin对TNF-α及IL-6的生成起到上调作用, 对APN表达起到刺激作用, 而抑制Resistin和RBP4的表达。此外, TNF-α还可刺激Leptin和Resistin等的表达。提示, 细胞因子通过旁分泌和/或自分泌作用可以引起和参加炎症反应。另有研究报道[21], Leptin抑制Resistin的表达, 而在Leptin缺乏的ob/ob小鼠中, 对APN的表达具有促进作用。

在机体能量代谢过程中, 各种脂肪细胞因子相互作用, 共同维持机体自稳态平衡。部分脂肪因子的功能及作用机制已有详细报道, 但是其具体作用机制及其相互之间的关系还有待于进一步探讨。

3 小结

脂肪因子 篇4

在IR的诸多因素中, 肥胖是导致IR最主要的原因[2], 目前发现脂肪细胞不仅是一个储存脂质的场所还具有分泌功能, 能够分泌多种生理活性物质, 这类物质统称为脂肪细胞分泌因子。部分脂肪分泌因子与IR有着密切的关系。对胰岛素抵抗有关的脂肪细胞分泌因子的研究日益增多, 本文就此进行综述, 以期对胰岛素抵抗的研究提供依据。

1 脂肪细胞分泌的与IR相关的细胞因子

1.1 瘦素 (leptin) :

Leptin是肥胖基因编码的多肽激素, 由脂肪组织分泌, 然后进入血循环, 与下丘脑Leptin受体结合, 通过下丘脑来调节食欲和能量消耗而控制体质量, 最近研究显示, Leptin与胰岛素抵抗综合征中胰岛素抵抗、肥胖等密切相关。大量研究证实在人体中存在脂肪-胰岛内分泌轴, 胰岛素可刺激脂肪组织分泌瘦素, 而血浆瘦素浓度的增高可作用于下丘脑的肥胖基因受体 (ob-R) b, 抑制神经肽Y (NPY) 基因表达, 导致摄食减少和能量消耗, 并能抑制胰岛B细胞分泌胰岛素, 从而减轻了高胰岛素血症, 继而减少了瘦素的产生, 该途径一旦发生障碍就会出现IR.瘦素分泌过多或过少均可引起IR:过多的瘦素可破坏胰岛素的信号通路产生IR, 瘦素分泌过少则引起胰岛素的过度分泌, 同样形成IR[3]。

1.2 肿瘤坏死因子-α (TNF-α) :

TNF-α是一种具有多种生物活性脂肪细胞因子, 参与肥胖相关的胰岛素抵抗, 在胰岛素抵抗综合征发病过程中, 越来越受到人们的重视。研究发现, TNF-α在胰岛素抵抗的肥胖鼠的脂肪细胞中广泛存在过度表达, 而在注射谷氨酸钠引起的、无胰岛素抵抗的肥胖鼠的脂肪细胞中的表达却并不增高, 提示TNF-α并非由于高血糖或代谢紊乱所致, 而与胰岛素抵抗有关[4]。TNF-α可通过使葡萄糖转运子4 (Glut4) m RNA表达下降, 导致胰岛素刺激葡萄糖摄取能力降低。

1.3 脂联素 (adiponectin) :

脂联素 (adiponectin) 是脂肪细胞特异性的一种血浆激素蛋白, 在2型糖尿病、胰岛素抵抗等都与之相关, 在胰岛素抵抗综合征的发病过程中可能起着重要的作用, 研究发现, adiponectin能降低小鼠餐后血清游离脂肪酸, 增强肝细胞对胰岛素的敏感性, 从而抑制肝葡萄糖的输出, 在胰岛素敏感性改变的小鼠中脂联素表达下降与胰岛素抵抗具有相关性, 通过降低肥胖鼠肌肉和肝脏中三酰甘油的浓度, 脂联素可减轻胰岛素抵抗, 补充脂联素可能为胰岛素抵抗2型糖尿病的治疗提供一种新手段[5]。

1.4 抵抗素 (Resistin) :

抵抗素是2000年由美国科学家Steppan等发现的一种由脂肪细胞分泌的激素, 参与了饮食诱导及遗传性肥胖大鼠IR的发生, 成为联系肥胖和IR的一个中心环节之一, Steppan等采用抗抵抗素抗体, 注射于因过食导致肥胖、IR和高血糖小鼠, 发现血糖缓慢恢复至注射前水平, 胰岛素的敏感性有了明显改变。多数观点认同抵抗素具有消弱胰岛素作用, 减弱胰岛素刺激细胞摄取葡萄糖的能力, 抑制脂肪组织的形成作用[6]。

1.5 白细胞介素-6 (IL-6) :

肥大的脂肪细胞分泌IL-6亦增高, 而IL-6现在认为是最具有内分泌特征的细胞因子, 它可直接或通过兴奋下丘脑、垂体肾上腺来促进脂解、增加肝脏TG, 从而引起胰岛素抵抗, 同时它还参与免疫反应, 增加急性炎性反应产物 (CRP) 促进动脉粥样硬化[7]。

1.6内脏脂肪素 (visfatin) :

又称为B细胞集落促进因子 (PBEF) , 它可作用于胰岛素受体发挥炎性反应。炎性反应是心血管疾病的发生的一种强的预报信号, 而且暗示是胰岛素抵抗综合征的一部分, 在RIAD研究中, 通过单变量分析, 纤维蛋白原, 白细胞数, C反应蛋白与胰岛素抵抗显著相关, 但不与胰岛素分泌相关联, 胰岛素抵抗综合征其他指标也显著升高。所有检测胰岛素参数变量分析中, 包括年龄、性别、运动、吸烟、BMI等与炎症信号检测独立相关, 研究证实亚临床炎症是胰岛素抵抗综合征的基础, 主要与异常胰岛素抵抗联系, 而与胰岛素分泌功能损害无关。研究发现, 代谢综合征患者体内常伴有低度炎性反应, 胰岛素抵抗、肥胖可导致血清CRP水平升高, 而高水平CRP可加重糖、脂代谢紊乱、内皮功能失调和促进动脉粥样硬化斑块形成[8]。

2 结语

目前在胰岛素抵抗的实验研究中, 胰岛素抵抗细胞模型的建立逐渐成为一种常用的方法。由于IR的研究常与脂肪、肝脏、骨胳肌等胰岛素靶组织密切相关, 因此目前国内外也主要采用这类细胞进行分化以建立胰岛素抵抗细胞模型。基于胰岛素抵抗与肥胖的关系密切, 同时脂肪细胞又具有分泌功能, 因此在选择建立胰岛素抵抗模型时以脂肪细胞作为实验对象, 研究脂肪分泌因子与胰岛素抵抗之间的关系为脂肪代谢紊乱所导致相关疾病的治疗提供新的思路和手段。

摘要：胰岛素抵抗是2型糖尿病及其并发的肥胖、冠心病、高脂血症、高血压、脑卒中等疾病共同的病理生理基础。目前肥胖是已知胰岛素抵抗的重要相关因素, 脂肪具有内分泌功能, 已知一些脂肪细胞分泌因子与胰岛素抵抗具有密切关系, 本文从脂肪细胞分泌因子与胰岛素抵抗的关系进行综述, 以期为进一步研究胰岛素抵抗提供依据。

关键词：胰岛素抵抗,细胞因子,研究进展

参考文献

[1]贾伟平.胰岛素抵抗在2型糖尿病发病机制中的作用[J].诊断学理论与实践, 2009, 8 (3) :233-236.

[2]Kopelman PG.Obesity as a medical problem[J].Nature, 2000, 404 (6778) :635-643.

[3]周红文.瘦素与代谢综合征[J].国外医学内分泌学分册, 2001, 21 (4) :195-197.

[4]罗敏.胰岛素抵抗综合征与肿瘤坏死因子[J].中华内科杂志, 1996, 35 (10) :653-655.

[5]Stumvoll M, Tschritte R.Associated of the T-G polymorphism in adiponection (Exon) with obesity and insulin sensitivity:interaction with family history of type diabetes[J].Diaberes, 2002, 51 (1) :37-41.

[6]熊彬, 宁英远.2型糖尿病胰岛素抵抗的病因学研究进展[J].医学综述, 2005, 11 (6) :504-505.

[7]Kern P, Ranganathan S, Li C, et al.Adipose tissue tumor necroiss.Factor and interleukin-6 expression in human obesity and insulin resistance[J].American Journal of Physiology, Endocrinology[J].And Metabolism, 2001, 280 (5) :E745-E751.

脂肪因子 篇5

1 材料

1.1 实验动物

Wistar大鼠32只,雄性,体重(190±10)g,SPF级,由中科院上海实验动物中心提供,饲养于浙江中医学院实验动物中心。

1.2 主要药品及试剂

三七:产地云南,由本院中药制剂室加工成100目的三七粉,用蒸馏水配制成12%和6%的混悬液。 胰岛素(insulin,INS)放免试剂盒:中国人民解放军总医院科技开发中心放免研究所;血清游离脂肪酸(FFA)试剂盒:南京建成生物工程有限公司;TNF-α、Leptin、IL-6ELISA试剂盒:ADL公司。

1.3 主要仪器 Beckman L×20全自动生化检测仪:

美国Beckman产品;SN-695智能放免γ测量仪:上海原子核研究所日环仪器厂;CE2401型紫外分光光度仪:英国CECIL;Elx800酶标仪:美国BIO-TEK。

2 实验方法

2.1 动物模型制备、分组及给药

大鼠随机分为正常组、模型组、三七高剂量组、三七低剂量组,每组8只,正常组以标准饲料(碳水化合物热量占62%、脂肪热量占12%)喂养,其余3组以高脂膳食(碳水化合物热量占20%、脂肪热量占59%,脂肪的主要成份为熟猪油)喂养,三七高、低剂量组同时分别以1.2g/kg、0.6g/kg的三七混悬液灌胃,正常组及模型组灌服等容量蒸馏水,末连续4周,末次给药后次日空腹下麻醉,腹腔静脉取血待用。

2.2 观察指标及测定

空腹血糖(FBG):全自动生化分析仪测定;空腹胰岛素(FINS)、IL-6水平;放免法检测;血清TNF-α、Leptin水平:ELISA法检测;血清FFA水平:酮试剂法检测;计算胰岛素敏感性指标(ISI),即ISI=1/FBG×FINS。

2.3 统计方法

所有数据用均数±标准差undefined表示,行正态性检验,非正态数据进行自然对数转换,采用单因素方差分析,以SPSS11.5软件包进行统计。

3 结果

3.1 各组大鼠空腹血糖、胰岛素及胰岛素敏感性的比较 见表1。

与正常组比较*P<0.05;与模型组比较△P<0.05

3.2 各组大鼠血清游离脂肪酸水平的比较 结果见表2。

与正常组比较*P<0.05,**P<0.01;与模型组比△P<0.05

3.3 各组大鼠TNF-α、Leptin、IL-6水平的测定 结果见表3。

与正常组比较*P<0.05,**P<0.01;与模型组比较△P<0.05,△△P<0.01

4 讨论

IR 既是糖尿病、高血压、冠心病等多种疾病的伴随症状, 又是其病理因素。研究发现,IR是以促血栓为特征,IR 的出现对于凝血因子浓度和活性、血小板的活化程度和反应性以及纤溶系统的受损都有促进作用[3]。IR与心血管病的加速发展呈正相关,能加剧血栓形成、血管损伤、动脉粥样硬化斑块的破裂[4]。2型糖尿病患者还广泛存在不同程度的微循环障碍, 血液容易在毛细血管部位凝结,阻碍血液与机体细胞间物质交换的顺利进行[5]。现代中医研究表明,与IR相关的糖尿病、心脑血管疾病、脂肪肝、肥胖等均存在着“血瘀证”表现,血瘀是IR的重要病机之一,血瘀不同程度地贯穿于IR相关性疾病的进程中,从瘀论治是中医药治疗IR相关性疾病的基本治则;应用活血化瘀药物能改善IR,增强胰岛素敏感性,提高IR相关疾病的治疗效果[6,7]。药理研究显示,三七及其提取物可减低血小板表面活性、抗氧化、清除氧自由基、改善血液循环、耐缺氧等作用,临床上用于治疗IR相关性疾病如糖尿病、冠心病、高血压、高粘血症、高血脂症、脂肪肝等,疗效显著[8,9,10]。本研究发现,采用高脂膳食喂养4周后,大鼠血清FINS较正常组明显增高,而胰岛素敏感性(ISI)明显低于正常组,提示大鼠出现了IR,应用三七干预后,大鼠FINS水平较模型组明显降低,ISI较模型组明显提高,表明活血化瘀中药三七能明显改善IR,提高大鼠的胰岛素敏感性。

脂肪因子 篇6

1 资 料 与 方 法

1.1 一般资料

选取2013年12月至2014年12月于我院行自体脂肪颗粒填充术的面部凹陷患者40例,所有入选患者均无合并严重肾、肺、心、肝等重要器官障碍疾病以及无结缔组织疾病。其中,男性患者6例,女性患者34例;年龄18至55岁,平均年龄(30.9±10.8)岁;面部凹陷深度0.25至0.7cm,平均面部凹陷深度(0.55±0.16)cm;面部凹陷面积15至25cm2,平均面部凹陷面积(19.9±4.9)cm2。将患者按照入院编号,随机平均分为两组,观察组和对照组各20例。两组患者在性别、年龄、面部凹陷深度与面积等一般资料对比上均无显著性差异(P > 0.05),具有可比性。

1.2 方 法

入院后,给予所有入选患者常规检查,且对需隆起的范围进行确定,并制定医患双方均满意的治疗方案。

1.2.1对照组:给予本组患者注射自体脂肪颗粒治疗,其治疗方法如下:1脂肪来源:以腹部脂肪为主,腰腹为辅;给予患者局部麻醉且常规消毒后,使用直径1.2mm的20m L注射器直接在皮下脂肪层抽取脂肪,抽成负压并固定住;静置所抽取的脂肪,待分层后,将下层血性液体弃去,并反复用生理盐水对脂肪层进行冲洗,最后保留在注射器中备用;2注射方法:直接给予患者脂肪颗粒注射,剂量为3至28m L,平均每个部位所注射的剂量为12m L;3术后:手术结束后,对患者的注射部位采用加压的方式的进行包扎,并给予常规抗生素药物进行抗感染治疗。

1.2.2观察组:1在对照组的基础上,加用500IU/m L的碱性成纤维细胞生长因子,剂量为2至35m L,平均每个部位的注射剂量为13.5m L;2混合方法:待脂肪纯化后,立即加入碱性成纤维细胞生长因子溶液和庆大霉素注射液;平均每100m L脂肪颗粒中需加入2万单位碱性成纤维细胞生长因子溶液和8万单位庆大霉素进行均匀混合;3注射方法:使用美蓝标记患者面部术区;使用20号注射针头并严格按照放射状及由远及近的方式分别在浅筋膜层和皮下深筋膜层进行分层注射;待注射完毕后,应适当对注射部位进行按摩,以此来确保脂肪分布均匀和周围衔接的自然。

手术后半年,对所有入选患者进行随访,并比较两组患者的凹陷填充效果。

1.3 评价标准

1.3.1临床疗效:1优:临床症状基本消失;2良:临床症状获得显著改善;3差:临床症状改善不明显或加重。优良率 = 优率 + 良率。

1.3.2患者满意度:采用问卷调查的方法来判定患者对治疗的满意度。评分结果采用百分制划分等级:1满意:> 90分;2一般:80 ~ 90分;3不满意:< 80。

2 结 果

2.1两组患者的临床疗效比较:观察组患者临床疗效的优良率95.% 明显优于对照组60%,差异具有统计学意义(χ2=7.02,P =0.008)。如表1所示。

2.2两组患者对临床疗效满意度比较:观察组患者的临床疗效满意度明显高于对照组,差异具有统计学意义(P< 0.05)。如表2所示。

3 讨 论

面部凹陷是是一种疤痕性凹陷以及半侧颜面萎缩症,主要由遗传因素、外伤以及肿瘤等影响因素所致[1]。它不仅严重影响了患者的容貌和面部表情,而且还给患者带来沉重的心理阴影,从而极大地影响了患者的生活质量。因此,如何提高面部凹陷的临床治疗效果已成为当前亟需解决的重要问题之一。目前,治疗面部凹陷的重要有效方法为自体脂肪颗粒填充术[2];且因其具有取材容易、来源丰富、充盈外形好、无排斥反应以及操作简单等优点,现已被广泛应用于临床治疗之中。但是,由于移植脂肪的成活率较低而大大影响了其临床效果 , 从而极大地限制了其在临床上的应用。而碱性成纤维细胞生长因子能够有效的促进心血管的形成和修复损害的内皮细胞[3,4]。加之,据相关文献资料研究结果显示,在自体脂肪颗粒填充术中加用碱性成纤维细胞生长因子能够有效的提高患者的临床疗效的优良率和满意度[5]。故而,对碱性成纤维细胞生长因子在自体脂肪颗粒填充面部凹陷中的临床效果进行探讨,有着重要的意义。

本文研究结果表明:观察组患者临床疗效的优良率和满意度分别为95.0%(19/20)和90.0%(18/20),明显高于对照组的60.0%(12/20)和55.0%(11/20),差异均具有统计学意义(P < 0.05)。由此可得出结论:在自体脂肪颗粒填充术治疗面部凹陷的过程中,加用适量的碱性成纤维细胞生长因子能够取得较好的填充效果,这与以往的研究结果相一致[5]。

脂肪因子 篇7

1 材料与方法

1.1 主要试剂

胎牛血清(Gibco,美国),磷酸盐缓冲液(Hy Clone,美国),PDGF-AB、TGF-β1、VEGF(Peprotech,美国),CCK-8(Dojindo,日本)。

1.2 大鼠脂肪干细胞的分离培养

无菌切取大鼠腹股沟处的脂肪组织,采用酶消化法原代培养SD大鼠ADSCs,待细胞融合至80%时,按1∶3传代培养,取第3代ADSCs用于实验。

1.3 ADSCs的鉴定

采用多向诱导分化的方法鉴定ADSCs。具体方法参见文献[3]。取第3代ADSCs,按每孔1×104(成骨诱导)或每孔2.1×104(成脂诱导)的密度接种于6孔板中,24 h后换为成骨或成脂诱导培养基。每3 d换液1次,培养3周后茜素红和油红O染色。

1.4 PRF膜的制备

用无菌真空采血管负压抽取志愿者10 ml血液,即刻3 000 r/min离心10 min。具体方法参见文献[3]。用无菌纱布将PRF挤压成膜状,制备成5 mm×5 mm大小待用。

1.5 增殖实验

96孔板中每孔加入2×103个ADSCs,向实验组孔中加入含有PRF膜或不同浓度TGF-β1(0、0.5、1、2、5、10 ng/ml)、PDGF-AB(0、0.1、1、10 ng/ml)、VEGF(0、5、10、20、30、40 ng/ml)的α-MEM培养液,阳性对照组为含10%FBSα-MEM培养基,阴性对照组为不含10%FBSα-MEM培养液。每组设5个重复孔,分别置于培养箱中培养1、3、5、7 d。每次检测时,加入含有10%CCK-8的等量新鲜培养液置于培养箱中培养2h,然后酶标仪450 nm测定吸光度值(A值)。

1.6 黏附实验

预处理24孔板。24孔板中每孔加入1×105个AD-SCs,向实验组孔中加入含有PRF膜或不同浓度三因子的α-MEM培养液,阳性对照组为含10%FBSα-MEM培养基,阴性对照组为含2%FBSα-MEM培养基。放置细胞培养箱中孵育2 h。每组选取2个实验孔,经4%多聚甲醛固定后,1%甲苯胺蓝染色,镜下观察细胞的黏附形态,剩余3孔常规消化后细胞计数。

1.7 统计学分析

采用SPSS 13.0软件进行统计分析。数据用±s表示,采用单因素方差分析,P<0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 ADSCs的鉴定结果

第3代的ADSCs经成骨诱导21 d后茜素红染色,可见明显的红色团块形成即钙结节形成(图1A);成脂诱导21 d后油红O染色,胞质内出现大量红染的脂滴(图1B)。

A:成骨诱导(茜素红染色);B:成脂诱导(油红O染色)A:Osteogenic induction(alizarin red staining);B:Adipogenic induction(oil red O staining)

2.2 PRF对ADSCs的增殖的影响

CCK8结果显示,第1、3、5、7天PRF组递增的A值均显著高于阴性对照组(P<0.05),与阳性对照组递增的A值相近(图2)。

2.3 PRF所含因子TGF-β1、PDGF-AB、VEGF对AD-SCs增殖的影响

CCK8实验结果显示,ADSCs在不同浓度PDGF-AB的作用下,各浓度组随着时间的递增,浓度的增加,A值均显著增高,其中10 ng/ml PDGF-AB A值明显高于阴性对照组(P<0.05);ADSCs在不同浓度VEGF的作用下,在不同的时间点(1、3、5、7 d)各浓度组的A值均高于阴性对照组,其中10 ng/ml VEGF明显高于阴性对照组(P<0.05);ADSCs在不同浓度TGF-β1的作用下,各浓度组随时间的递增,A值均低于阴性对照组;AD-SCs分别在2 ng/ml TGF-β1、10 ng/ml PDGF-AB、10 ng/ml VEGF的作用下,在不同的时间点(1、3、5、7 d),10ng/ml PDGF-AB的A值均高于10 ng/ml VEGF,2 ng/ml TGF-β1 A值均低于阴性对照组,组间差异有统计学意义(P<0.05)(图2)。

2.4 PRF对ADSCs黏附的影响

镜下可见阴性对照组的黏附细胞较少,细胞大多皱缩似球形,有少量的细胞呈伸展状态,伸出的伪足少而短(图3A)。PRF组ADSCs黏附呈密集状且伸展状态较好,大多呈梭形或倒三角形,少量状似球形,ADSCs伸出了大量的伪足与邻近的ADSCs呈拉网样接触(图3B)。镜下计数可见,PRF组黏附细胞数显著高于阴性对照组(P<0.05);与阳性对照组黏附细胞数相近(图3C)。

2.5 PRF所含因子TGF-β1、PDGF-AB、VEGF对AD-SCs黏附的影响

在不同浓度TGF-β1的作用下,随着浓度的增加细胞黏附形态逐渐由球形向梭形过渡,ADSCs伸出的伪足数量逐渐增多并与邻近的ADSCs逐渐呈拉网样接触(图3D);黏附细胞的数目亦不同,与阴性对照组相比TGF-β1各浓度组的黏附细胞数均高于此对照组且随着浓度的增加黏附细胞数增多,组内差异有统计学意义(P<0.05)(表1)。在不同浓度PDGF-AB的作用下,ADSCs大多皱缩似球形,有少量的细胞呈伸展状态且伸出的伪足短而少(图3E);与阴性对照组相比PDGF-AB各浓度组的黏附细胞数均显著低于对照组,组内差异无统计学意义(P>0.05)(表2)。在不同浓度VEGF的作用下,细胞黏附形态与PRF组最为接近(图3F);黏附细胞的数目亦不同,与阴性对照组相比VEGF各浓度组的黏附细胞数均高于对照组且在10 ng/ml VEGF组作用下,黏附细胞数最多,组内差异有统计学意义(P<0.05)(表3)。ADSCs分别在2 ng/ml TGF-β1组、10 ng/ml PDGF-AB组、10 ng/ml VEGF组的作用下,10 ng/ml VEGF组黏附细胞数高于2 ng/ml TGF-β1组,显著高于10 ng/ml PDGF-AB组,组间差异有统计学意义(P<0.05)。

A:阴性对照组;B:PRF组;C:阳性组对照组;D:2 ng/ml TGF-β1组;E:10 ng/ml PDGF-AB组;F:10 ng/ml VEGF组A:Negative control group;B:PRF group;C:Positive control group;D:2 ng/ml TGF-β1 group;E:10 ng/ml PDGF-AB group;F:10 ng/ml VEGF group

3 讨论

内源性骨组织的再生依赖于成体干细胞在局部特有的微环境的下发生归巢、黏附、增殖和分化,进而促进组织的再生修复。Dohan等[4]的研究发现PRF膜经制备后的血小板缓慢地被激活,α-颗粒亦非集中的脱颗粒,PRF所含因子一部分被包绕于纤维蛋白支架,另一部分与纤维蛋白多聚体形成稳定的化学结合,其可持续释放至少达1周的时间。研究显示,作为因子综合体的PRF能够促进骨髓间充质干细胞、牙髓干细胞和牙周膜干细胞的增殖。故PRF膜及其所含的因子可均衡而又持久的贯穿细胞增殖的整个过程。然而在大鼠ADSCs的增殖过程中PRF所含三因子的作用尚未明确,故本实验采用CCK8法检测PRF及其所含因子TGF-β1、PDGF-AB、VEGF对ADSCs增殖的影响。结果显示PRF组中ADSCs的增殖活性随着时间的延长逐渐增高。PDGF-AB各浓度组在同一时间点以及组内的不同时间点(P<0.05),PDGF-AB组中ADSCs的增殖活性随着时间的递增、浓度的增加而逐渐增加,尤以10 ng/ml PDGF-AB对ADSCs的增殖活性的影响最为突出。此结果的出现可能与血小板源性生长因子能够促使细胞周期从G0/G1期向S期的转换,上调cyclin D1的表达和Rb的磷酸化有关[5]。TGF-β1各浓度组在同一时间点以及组内的不同时间点,A值均低于阴性对照组,提示TGF-β1可能抑制ADSCs的增殖。这恰与Lee等[6]认为TGF-β1抑制细胞的生长的结论一致。VEGF各浓度组在同一时间点以及组内的不同时间点(P<0.05),低浓度组的增殖活性不断提高待浓度达10 ng/ml时的增殖活性达顶峰,再增加其浓度增殖活性不再增加。以10ng/ml PDGF-AB,10 ng/ml VEGF进行比较(P<0.05),PDGF-AB促增殖活性作用优于VEGF。

脂肪间充质干细胞作为骨组织工程的种子细胞,其与载体的黏附是基础,决定性的影响了后续发生的增殖和成骨分化。黏附实验除了比较同一时间内黏附细胞数目上的差异,细胞于材料表面铺展的形态学差异亦是反映细胞早期黏附能力的强弱的重要指标。结果显示PRF组黏附细胞数与阴性对照组相比(P<0.05)和结合形态学观察,提示PRF能够显著促进ADSCs的黏附。不同浓度的PDGF-AB组黏附细胞数均低于阴性对照组,组内比较(P>0.05)和结合形态学观察,提示PDGF-AB不能够促进ADSCs的黏附。该结果的出现与PDGF通过减慢黏着斑的组装进程和抑制应力纤维带形成,抑制了paxillin的酪氨酸磷酸化,从而抑制了平滑肌细胞的黏附这理论一致[7]。不同浓度的TGF-β1组黏附细胞数随着浓度的升高而不断增加,组内比较(P<0.05)和结合形态学观察,提示TGF-β1能够促进ADSCs的黏附。有研究表明,TGF-β1通过刺激整合素连接激酶、PINCH蛋白以及桩蛋白等的表达来增加整合素β1及黏着斑激酶活性,来促进细胞的黏附[8]。不同浓度的VEGF组黏附细胞数与阴性对照组相比(P<0.05)结合形态学观察,提示VEGF促进了ADSCs的黏附。这可能与VEGF能够促进FAK和paxillin的酪氨酸磷酸化,募集磷酸化的黏着斑蛋白至新生的黏着斑处,促进黏着斑的组装,加快了细胞黏附的进程有关[9]。以2 ng/ml TGF-β1组,10ng/ml VEGF组进行组间比较(P<0.05)和结合形态学观察,提示VEGF促黏附作用优于TGF-β1。

综上所述,PRF所含因子TGF-β1、VEGF在AD-SCs的黏附过程中发挥重要作用,而PRF所含因子PDGF-AB、VEGF在ADSCs的增殖过程中发挥重要作用,由此可见作为因子综合体的PRF有潜在的临床应用价值,但对于PRF所含因子所参与的ADSCs黏附和增殖的信号通路有待进一步的研究。

摘要：目的:研究富血小板纤维蛋白(PRF)及其所含三因子TGF-β1、PDGF-AB、VEGF分别对大鼠脂肪干细胞(ADSCs)增殖和黏附的影响。方法:将ADSCs培养在含有PRF膜和不同浓度的PDFG-AB、TGF-β1、BEGF中,细胞黏附实验检测培养2 h后细胞黏附能力,CCK-8法检测培养1~7 d细胞增殖。结果:黏附实验显示,PRF组的黏附细胞数显著高于阴性对照组(P<0.05);不同浓度的PDGF-AB组内黏附细胞数的差异无统计学意义(P>0.05);不同浓度的TGF-β1、VEGF组内黏附细胞数的差异有统计学意义(P<0.05)。CCK-8实验表明,PRF组的细胞增殖在各个时间点(1、3、5、7 d)显著高于阴性对照组(P<0.05);不同浓度的PDGF-AB、VEGF组内细胞的增殖差异有显著性(P<0.05);不同浓度的TGF-β1组细胞增殖的差异无显著性(P>0.05)。结论:PRF能提高ADSCs的增殖和黏附的能力。PDGF-AB和VEGF可促进ADSCs的增殖;TGF-β1和VEGF均可促进ADSCs的黏附,并呈一定的量效正相关。

关键词：富血小板纤维蛋白(PRF),脂肪干细胞(ADSCs),细胞增殖,细胞黏附,转化生长因子(TGF-β1),血小板源性生长因子-AB(PDGF-AB),血管内皮生长因子(BEGF)

参考文献

[1]Lee CH,Cook JL,Mendelson A,et al.Regeneration of the articular surface of the rabbit synovial joint by cell homing:A proof of concept study[J].Lancet,2010,376(9739):440-448.

[2]Mendelson A,Frank E,Allred C,et al.Chondrogenesis by chemotactic homing of synovium,bone marrow,and adipose stem cells in vitro[J].FASEB J,2011,25(10):3496-3504.

[3]杨世茂,王明国,李静.富血小板纤维蛋白与富血小板血浆体外释放生长因子的比较及其对脂肪干细胞增殖分化的影响[J].华西口腔医学杂志,2012,30(6):641-644.

[4]Dohan Ehrenfest DM,de Peppo GM,Doglioli P,et al.Slow release of growth factors and thrombospondin-1 in Choukroun's platelet-rich fibrin(PRF):A gold standard to achieve for all surgical platelet concentrates technologies[J].Growth Factors,2009,27(1):63-69.

[5]Kang YJ,Jeon ES,Song HY,et al.Role of c-Jun N-terminal kinase in the PDGF-induced proliferation and migration of human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells[J].J Cell Biochem,2005,95(6):1135-1145.

[6]Lee MS,Kim YB,Lee SY,et al.Integrin signaling and cell spreading mediated by phorbol 12-myristate 13-acetate treatment[J].J Cell Biochem,2006,99(1):88-95.

[7]Berrou E,Bryckaert M.Platelet-derived growth factor inhibits smooth muscle cell adhesion to fibronectin by ERK-dependent and ERK-independent pathways[J].J Biol Chem,2001,276(42):39303-39309.

[8]Hallab NJ,Bundy KJ,O'Connor K,et al.Evaluation of metallic and polymeric biomaterial surface energy and surface roughness characteristics for directed cell adhesion[J].Tissue Eng,2001,7(1):55-71.