病人自体肿瘤细胞

病人自体肿瘤细胞（共4篇）

病人自体肿瘤细胞 篇1

关键词：肿瘤,免疫细胞,采血,护理

免疫细胞治疗已成为肿瘤治疗的重要综合手段之一, 并在临床上显示了一定的应用前景[1]。肿瘤自体免疫细胞治疗是通过血细胞分离机采血或人工采血方式, 采集病人的部分血液, 再将其中的免疫细胞在实验室提取、纯化后培养、扩增, 最后通过静脉输注的形式回输给病人, 提高病人的免疫能力, 达到治疗的作用。我院临床肿瘤中心2010年3月—2011年3月开展了68例 (83例次) 人工采血的自体免疫细胞治疗, 现将采血经验和护理总结如下。

1 临床资料

1.1 一般资料

68例行人工采血自体免疫细胞治疗的病人中, 男 45 例, 女23 例;年龄 9岁～79 岁;肺癌 13例, 乳腺癌11例, 肠癌11例, 淋巴瘤5例, 卵巢癌4例, 子宫癌4例, 肝癌4例, 肾癌3例, 前列腺癌2例, 胃癌2例, 膀胱癌2例, 鼻咽癌2例, 血管肉瘤1例, 胆管上皮癌1例, 髓母细胞瘤1例, 恶性胸膜间皮瘤1例, 腹膜后肿瘤1例;共行自体免疫细胞治疗人工采血83例次。

1.2 方法

用2具50 mL注射器连接8号或12号头皮针, 采取病人100 mL外周全血送实验室分离、培养。

1.3 结果

83例次穿刺中, 一次穿刺采血成功76例次, 2次穿刺采血成功6例次, 3次以上1例次, 采血成功率100%。除 1例次因病人外周血管情况十分差而通过股静脉采血外, 其余82例次均通过外周浅静脉采血。

2 采血操作与护理

2.1 采血前心理护理

因免疫细胞治疗采血针头粗大, 特别是12号头皮针, 病人容易产生害怕和紧张心理, 穿刺前需充分做好病人的心理疏导, 告知配合事项与应对方法, 给予病人解释和鼓励, 创造轻松气氛, 减轻其紧张情绪, 争取其高度配合, 提高一次穿刺成功率。

2.2 采血前准备工作

2.2.1 核对和标签准备

核对病人科室、床号、姓名及治疗项目, 核对预约申请单上各项内容是否符合治疗要求, 均无误后, 填写好注射器上的贴签及采血样品交接单上的常规信息。

2.2.2 采血用物准备

准备2具50 mL注射器, 注射器内按1 mL血液加入肝素125 U抗凝, 即2 mL∶1.25×104 U肝素注射液1支, 每具注射器内加入1 mL;根据病人血管情况, 将1具注射器接8号或12号头皮针, 并将标明病人信息的贴签贴在注射器上, 注意不要覆盖刻度;铺无菌治疗盘, 内置双层无菌治疗巾, 备采集血样盛放用。

2.3 采血操作规程

2.3.1 核对

采血前再次核对病人。

2.3.2 选择穿刺血管

常规选取肘部粗大血管, 如贵要静脉、正中静脉或头静脉;肘部血管不好的, 也可选择其他部位的粗大血管;手背和下肢浅静脉血流量欠佳, 为末选;必要时也可通过股静脉采血。留置有中心静脉导管的可通过中心静脉导管采血。因采血量大及时间长, 为防止导管堵塞, 一般不建议从经外周置入中心静脉导管 (PICC) 或输液港采血。

2.3.3 穿刺采血和护理

选择好穿刺血管后, 初次消毒穿刺部位, 再在穿刺部位下垫一块无菌治疗巾, 然后再次逆时针、顺时针各消毒1次, 消毒范围大于10 cm。 按常规浅静脉穿刺技术进行穿刺成功后, 用一小段胶布固定针柄, 勿松开止血带, 开始匀速回抽血液。采血过程中, 根据血流速度情况, 控制好回抽力度, 匀速回抽, 并随时询问和观察病人情况。如血液流出缓慢或困难, 可松开止血带, 重新扎上, 并嘱病人一松一紧捏握拳头或捏握力球, 或让第三人用双手推捏病人采血部位以上位置, 促进血液流出。采血病人中有1例晚期恶液质的肿瘤病人, 经过3次外周浅静脉穿刺成功后也只抽出了少量血液, 最后决定从股静脉采血, 在穿刺前严格按股静脉穿刺置管术术前规程进行准备, 严格无菌操作, 无需局部麻醉, 然后采用8号头皮针穿刺采血成功。

2.3.4 采血后护理

采血完毕, 嘱病人或陪侍人按压穿刺部位15 min以上, 直至穿刺点不出血, 并嘱病人保持穿刺部位24 h清洁、干燥。采血后注意适当休息和多饮水, 多补充营养, 炖汤时可加红枣、花生等以补血。采用12号头皮针采血的, 按压完毕后, 用无菌纱布包扎穿刺点24 h, 外用加压胶布加压2 h～4 h, 1 d内勿沐浴, 以避穿刺点出血和感染, 炎热夏季可用保鲜膜密封穿刺点后用37 ℃左右温水沐浴。

2.4 采集血样包装及送培养

采血完毕, 拔出头皮针后, 将头皮针内血液抽到注射器内, 去掉头皮针, 套回原针套, 旋紧;再次核对注射器上贴签信息无误后, 将血样置于双层无菌治疗巾内包裹好, 再用密封袋密封, 装入运送箱, 封盖。核对和完善采血样品交接单后, 嘱外送人员送到实验室分离、培养。

3 小结

肿瘤免疫细胞疗法具有一定的抗肿瘤效果, 与抗肿瘤药物相比, 可在不损伤机体免疫系统结构和功能的前提下直接杀伤肿瘤细胞, 并且调节和增强机体免疫功能, 因而成为肿瘤手术、 放疗、 化疗的重要辅助治疗方法, 为预防肿瘤复发、 改善肿瘤病人的生存质量提供了新的途径[2]。我中心开展的83例次人工采血肿瘤自体免疫细胞治疗, 仅1例出现输注后自限性低热反应, 其他均无不良反应, 治疗效果好。病人普遍反映治疗后精神、睡眠、食欲及体力等均有明显提高和改善, 最典型病人接受该治疗后全身多处转移灶消失。由于该治疗人工采血量大, 每例病人每例次治疗要采集100 mL外周全血, 对采血针头有一定要求。针头过小, 采血慢, 采集时间长, 费时费力, 而且容易发生堵塞现象, 需要重新穿刺, 增加病人痛苦;针头过大, 病人穿刺疼痛感和恐惧感增加。经过临床实践, 发现使用12号头皮针采血比较适宜。此外, 有条件的情况下, 最好使用采血袋采血, 更加密闭和安全。

参考文献

[1]杨涛, 邵江河, 李启英, 等.树突状细胞联合CIK细胞应用于晚期恶性实体瘤治疗的临床疗效观察[J].肿瘤, 2010, 30 (8) :700.

[2]Hoffman RDM, Gtlitz BJ, Belldegnrun A, et al.Adoptive cellulartherapy[J].Semin Onced, 2000, 27 (2) :221-233.

病人自体肿瘤细胞 篇2

1 临床资料

1.1 一般资料

2013年3月—2013年11月肿瘤科住院病人36例, 男21例, 女15例;年龄41岁~79岁, 平均61岁;肺癌15例, 肝癌10例, 消化道肿瘤5例, 乳腺癌3例, 淋巴瘤3例。病人均自愿接受CIK细胞输注治疗并签署了知情同意书。

1.2 自体CIK细胞免疫治疗方法

专业人员将采集到的人体血液在符合GMP标准的净化实验室进行培养、诱导, 扩增, 使其成为成熟的CIK细胞, 然后由护士将培养成熟的CIK细胞悬液通过静脉分3次回输注入病人体内, 从而达到治疗目的, 此为一疗程。护士在整个疗程中对肿瘤病人实施有效护理干预, 从心理护理、采血前评估准备、采血、回输过程、不良反应观察及护理5个方面落实, 保证治疗的顺利进行, 提高治疗效果, 并观察病人不良反应、症状及生活质量改善情况。

1.3 结果

经过CIK细胞治疗及有效的护理干预, 无一例病人发生3级或4级毒性反应。有2例于输注后1h出现低热, 经指导其适量饮温开水后体温自行恢复正常。33例肿瘤病人观察到症状好转, 食欲增加, 睡眠改善, 并且体重增加, 放疗、化疗的副反应明显减轻, 生活质量提高;29例病人血液中免疫活性细胞数量增加, 免疫细胞功能显著提高, 并能维持较长时间, 有效改善机体自身抗肿瘤能力。

2 护理

2.1 心理护理

护士应主动关心病人, 向他们详细介绍细胞治疗的方法及注意事项, 反复向病人及家属宣教有关知识。因CIK细胞培养时间长, 大约12d, 病人等待过程有焦急状态, 做好心理疏导工作, 稳定情绪, 同时介绍培养的过程、方法和疗效, 介绍成功的病例, 以增加治疗的信心。

2.2 采血前评估及准备

第一时间评估病人基本资料, 包括精神状态、现病史、肿瘤分期、治疗方案、是否联合手术及放化疗、有无心肺功能障碍、有无过敏史。抽血前提醒临床医生对病人白细胞数进行检测, 抽血前做好对病人解释工作, 避免因1次抽取大剂量外周血对病人造成心理恐慌。接受自体血CIK细胞治疗的病人, 采外周血50mL~100mL。具体可根据CIK细胞治疗申请单中血常规中淋巴细胞数量调整采血量。采血袋到生物细胞GMP实验室取。采血前1d和当天早餐正常饮食, 尽量少食油腻食物, 清淡为好。采集血液时间应尽量安排在上午进行。采血前紫外线空气消毒机房间消毒1h。

2.3 采血的护理

2.3.1 采血时的护理

由医生开出医嘱, 经二人核对医嘱, 认真查对床号、姓名、住院号, 确认无误方可采血。严格无菌操作, 选择粗大弹性好的静脉, 保证采血通畅, 避免血流速度过快, 以防血管负压太大, 血流不畅, 致采血量不足。用无菌60 mL注射器抽取1支12 500U肝素钠, 使整个注射器管壁都润湿, 再连接9号采血针排气后, 采集病人外周血50mL, 采集过程中监测病人生命体征, 观察有无头晕、乏力、心悸不适等情况, 发现异常及时处理。

2.3.2 采血后的护理

采血结束后立即按压穿刺点10min, 观察穿刺点有无渗血情况, 嘱病人当天勿淋浴, 以免引起穿刺点感染。将采集到的血液放入无菌包内送达生物细胞GMP实验室。特别注意采集到的血液, 需低温 (2℃~8℃) 保存和运输。运输过程中应尽量避免剧烈震荡。

2.4 细胞回输的护理

2.4.1 回输前准备

CIK细胞于培养的第12天开始回输, 连续3d进行3次细胞回输。CIK细胞悬液回输前进行无菌检测, 每次检测结果均为阴性, 方可给病人进行回输。护士接到实验室细胞培养技师细胞回输通知后, 联系医生及病人, 做好回输准备。认真核对病人信息, 无误后即送往临床科室, 与实验室细胞培养技师做好交接并双方核对后签字。

2.4.2 回输过程中护理

细胞回输使用一次性输血器、7号针头, 通过静脉输注。具体方法:CIK细胞治疗前30min, 肌肉注射25mg异丙嗪, 或经小壶加入5mg地塞米松, 以预防变态反应。输注时将CIK细胞混悬液轻轻摇匀, 先输50mL灭菌生理盐水进行引导, 然后再输入CIK细胞, 输完后, 继续输50mL生理盐水冲管。细胞输注过程中, 前5min~10min速度稍慢, 每分钟15滴, 观察病人无反应后调节输注速度, 保持每分钟30滴~40滴, 全过程1.0h~1.5h。输液过程中仔细观察袋内有无白色沉淀物, 若有则为聚集的细胞, 可向一个方向轻摇或用手指轻轻捏匀, 以保证足够的细胞输入病人体内。回输过程中护士陪护病人, 注意倾听病人主诉, 如果病人发热, 嘱病人多饮水, 提供轻松愉快的环境, 保证病人情绪稳定。特别要给予病人心理疏导, 保证病人有良好的心态完成治疗, 输注完成后继续观察病人的反应和体温变化。

2.5 细胞回输过程中的不良反应及护理

细胞输注过程中有极少数病人出现过敏症, 如果病人出现严重过敏体征, 如呼吸困难者, 应停止细胞输注治疗, 并进行相应的临床对症处理。细胞输注结束后有部分病人出现发热 (37.0℃~38.5℃) 、困乏等一过性流感样症状, 绝大部分病人在2h~6h自行恢复正常。

3 小结

肿瘤的生物治疗迅速发展, 已成为肿瘤治疗的第4种治疗模式。其中CIK细胞治疗是最具有发展应用价值的过继细胞治疗方法, 是一种安全有效的治疗肿瘤的方法, 可改善病人的生活质量, 增强免疫功能, 减轻病人的痛苦, 且不良反应少。在治疗过程中实施护理干预, 将护理工作落到实处可保证治疗的顺利进行, 取得较好的治疗效果。

参考文献

[1]徐晓霞, 郭燕.恶性肿瘤病人CIK细胞治疗中临床护理路径的实践[J].护士进修杂志, 2012, 27 (3) :262.

[2]冯桂青.CIK细胞治疗晚期恶性肿瘤27例临床护理[J].齐鲁护理杂志, 2011, 17 (4) :30.

[3]赵微微, 张威, 陈明明, 等.CIK细胞治疗过程中执行SO的护理心得[J].辽宁医学杂志, 2010, 31 (4) :356.

[4]黄英, 王晓嫒.老年血液病病人经PICC行细胞因子诱导杀伤细胞免疫治疗的护理[J].护理学报, 2009, 16 (9B) :41-42.

[5]王元红.静脉输注CIK细胞的护理体会[J].海南医学, 2009, 20 (3) :264.

病人自体肿瘤细胞 篇3

消化道肿瘤是严重威胁人类的主要肿瘤, 特别是晚期恶性消化道肿瘤, 临床确诊时手术时机往往丧失, 放疗、化疗又不甚敏感。为提高治疗的有效率和患者的生存期, 人们一直在探索新的治疗策略。在现代分子生物学和基因工程技术飞速发展的推动下, 以免疫治疗为基础发展而来的生物治疗日益受到重视, 显示出良好的应用前景, 成为肿瘤治疗的第四模式。

过继性细胞免疫治疗 (adoptive cellular immunotherapy, ACI) 是治疗恶性肿瘤的重要辅助治疗方法。与其他抗肿瘤药物相比, 它可在不损伤机体免疫系统结构和功能的前提下直接杀伤肿瘤细胞, 并且调节和增强机体的免疫功能。现在, 临床研究和应用的过继性细胞免疫治疗主要包含淋巴因子激活的杀伤细胞 (lymphokine activated killer cells, LAK) 、肿瘤浸润性淋巴细胞 (tumor infiltrating lymphocyte, TIL) 、自然杀伤细胞 (nature killer, NK) 、树突状细胞 (dendritic cell, DC) 、细胞因子诱导的杀伤细胞 (cytokine induced killer, CIK) 、细胞毒性T淋巴细胞 (CTL) 及γδT细胞。

1 LAK

LAK细胞即淋巴因子激活的杀伤细胞。将外周血淋巴细胞在体外经淋巴因子白介素-2 (IL-2) 激活3~5天而扩增为具有广谱抗瘤作用的杀伤细胞。LAK细胞并非是一个独立的淋巴群或亚群, 而是NK细胞或T细胞体外培养时, 在高剂量IL-2等细胞因子诱导下成为能够杀伤NK不敏感肿瘤细胞的杀伤细胞, 称为淋巴因子激活的杀伤细胞 (LAK) 。目前应用LAK细胞过继免疫疗法与直接注射IL-2等细胞因子联合治疗某些肿瘤, 已获得一定疗效。但由于后来证实单用LAK细胞并不比注射IL-2效果好, 此技术已趋于淘汰。

1985年, 美国国家癌症研究院Rosenberg首次报道[1]联合应用自体LAK细胞和白介素-2治疗晚期癌症患者, 从临床总的疗效来看, 对肾癌、恶性黑色素瘤、大肠癌、非霍奇金淋巴瘤等有效。为治疗癌症开辟了一条新的途径。Rosenberg[2]在1989年收治30例病人, 有效率为17%。Marligit[3]在1990年经肝动脉持续输注IL-2, 5天剂量为3×106U/ (m2·d) , 使28例转移性肝癌中2例肿瘤消退。Yamaue[4]于1990年用IL-2激活的肿瘤浸润性淋巴细胞 (TIL) 使1例胃癌、1例胰脉癌肿瘤消退。另外, 该疗法对神经母细胞瘤, 神经管胚细胞癌, 造血系统恶性肿瘤、卵巢癌均有一定疗效。

2 TIL

肿瘤浸润性淋巴细胞 (TIL) 最初是从肿瘤组织中发现的肿瘤抗原特异性CD4+、CD8+T细胞群, 其中, CD8+T细胞具有肿瘤杀伤作用TIL在体内的抑瘤作用受CD4+CD25+Treg的限制, 在体外经IL-2的刺激作用后可恢复肿瘤杀伤活性, 扩增后可应用于临床肿瘤过继细胞治疗。过继细胞治疗 (adoptive cell therapy, ACT) 指自体免疫细胞进行体外激活和扩增至一定数量后回输至肿瘤患者体内, 在体内发挥杀伤肿瘤细胞作用的治疗方法。过继治疗需要回输的TIL的数量高达1×1011数量级, TIL的体外扩增需要高剂量的IL-2, IL-2用量过高可导致培养的TIL中Treg数量增加, 从而产生免疫抑制, TIL体外扩增的培养体系在减少IL-2剂量或使用IL-2替代物上有很大改进, 如IL-7和IL-15的使用, 饲养细胞与TIL混合培养刺激有杀伤活性的TIL扩增, “年轻”型TIL (young TIL) 在抗瘤作用中特异性更高。也有很多研究集中于改进TIL的功能, 如将特异性TCR (T cell receptor) 基因细胞因子基因肿瘤趋化因子基因转入TIL, 或改造TCR使TIL细胞表达嵌合型抗原受体 (chimeric antigen receptor, CAR) 。临床上进行TIL过继治疗之前, 需要对患者进行全身放疗, 使患者体内的淋巴细胞清除 (lymphodepletion) , 同时联合化疗药治疗可提高疗效。除化疗药外, 肿瘤疫苗单克隆抗体细胞因子等也可与TIL过继治疗联合使用, 因此联合治疗策略在临床治疗恶性肿瘤改善患者预后具有重要意义。

体外培养的TIL细胞主要分为2种, “年轻”型TIL和标准型TIL (standard TIL) , 其中“年轻”型TIL是指经24孔板独立传代培养获得的“年轻”TIL, 其制备时间短, 不需要进行抗原特异性检测, 且对肿瘤细胞具有高效靶向性;“标准”型TIL是指常规方法得到的从肿瘤组织中分离的标准TIL, 其制备时间长, 需要进行抗原特异性检测近期研究集中于扩增更多“年轻”型TIL应用于肿瘤治疗[5,6,7]。研究发现, 通过修饰T细胞使其表达抗原特异性TCR或CAR, 对其进行体外扩增后用于肿瘤治疗效果显著[8]。

3 NK

自然杀伤 (NK) 细胞是体内重要的免疫效应细胞, 因其杀伤肿瘤细胞不受主要组织相容性复合物 (MHC) 限制、具有实现移植物抗白血病 (GVL) 效应与移植物抗宿主病 (GVHD) 分离等优势, 在肿瘤过继免疫治疗中占有重要地位。研究表明, NK细胞受体众多, 分别传递抑制性或活化性信号, 两者间的平衡是决定NK细胞功能状态的关键因素, 这为优化NK细胞过继免疫治疗提供了新思路。Krause等[9]对1例肺癌患者和11例结直肠癌患者回输添加Hsp70肽链体外扩增的NK细胞, 同时注射低剂量IL-2结果显示患者对治疗耐受性较好, 其中1例在治疗过程中达到病情稳定。在这一试验结果的启发下, Valaria等[10]用体外TKD (肿瘤细胞Hsp70分子的胞外段, 氨基酸序列为TKDNNLLGRFELSG) /IL-2扩增的NK细胞回输治疗1例结肠癌复发的患者, 观察到高水平的肿瘤细胞裂解, 使该患者的生存期达到27个月之久。但这种技术目前临床研究的数据不多, 技术尚不够成熟, 需要进一步深入探索。

4 DC

树突状细胞 (DCs) 是指具有典型树突状或伪足样突起, 膜表面高表达MHC-类分子, 能移行至淋巴器官和刺激初始型T细胞增殖活化, 并具有一些相对特异性表面标志的一类专职抗原提呈细胞 (APCs) , 是目前已知功能最强大的APC, 具有摄取、加工和提呈抗原的能力, 是启动、调控和维持免疫应答的中心环节。DCs具有作为抗肿瘤疫苗的优势:DCs是抗原提呈能力最强的细胞, 除了通过吞噬、胞饮方式摄取抗原外, DCs还具有摄取和转运抗原的特殊膜受体, 因此, DCs能够高效地捕捉到浓度很低的相应抗原。巨噬细胞能捕获外源性抗原, 但不能对抗原进行I类途径加工处理, 而DCs在成熟过程中则能对外源性抗原进行I类途径的加工和呈递。DCs在抗原摄入后到有效抗原提呈的时间是24~48 h, 巨噬细胞则只能保留数小时, 抗原的延迟提呈有利于免疫监视功能的发挥。B细胞能提呈抗原的多种表位, 从而使T细胞效应多样化, DCs则只针对少数的关键免疫原性决定簇发挥激发功能。DCs能显著刺激初始型T细胞, 而巨噬细胞、细胞仅能刺激已活化的或一记忆性T细胞。因此, DCs是激发机体免疫反应最原始的细胞, 在免疫应答的诱导中具有独特地位。目前以DCs疫苗为基础的抗消化系统肿瘤免疫治疗作为传统治疗的重要辅助手段发展迅速。

国外开展DC作为肿瘤生物治疗已获美国FDA和欧共体国家卫生机构的批准, 分别进入临床验证多年。自1995年以来, 北京大学医学部人民医院血液科陆道培院士和童春荣教授率先开展了DC和CIK治疗血液病的临床研究。1999年第二军医大学曹雪涛教授主导的DC治疗结肠癌技术通过国家药品食品监督管理局的批准在国内临床应用。其后军内一些医院如307医院、302医院、301医院、南京军区福州总医院等已经相继获得批准, 开展了DC-CIK治疗白血病、肝癌、胃癌等恶性肿瘤的临床工作, 证明其临床治疗的安全性, 观察到一定疗效并积累了一定经验。北京道培医院开展了DC和CIK治疗白血病数百例, 有效率为70%左右。天津医学院肿瘤医院开展DC及CIK治疗恶性肿瘤400余例, 有效率为70%左右。2002年, 德国的Schnurr、Scholz等通过比较肿瘤细胞裂解物和凋亡的肿瘤细胞分别负载DC, 然后刺激T细胞, 发现整个死亡的肿瘤细胞作为抗原可以更加有效的激活CTL细胞产生[11]。日本福岛大学医学院的Mitsukazu等目前正针对胰腺癌患者展开一项一期和二期临床研究, 他们利用OK432负载DC细胞, 然后注射到一些手术前患者的肿瘤内, 研究DC瘤苗针对胰腺癌患者的效果。

5 CIK

Schmidt-wolf等1991年在国际上最先报道了具有高增殖能力和高细胞毒性的多种细胞因子诱导的杀伤细胞 (CIK) , 具有较强的肿瘤杀伤活性。此疗法在血液系统疾病, 恶性肿瘤临床治疗中表现出明显优于其它过继性免疫治疗手段的强大优势。该治疗常用的方法是将体外激活的患者自体免疫效应细胞经体外培养活化后再回输给患者, 以杀伤患者体内的肿瘤细胞, 抑制或清除转移病灶, 改善生存质量。

细胞因子诱导的杀伤细胞 (CIK) 是以CD3、CD56和T细胞为主要效应细胞的异质细胞群, 是一种非MHC限制性的高效溶肿瘤细胞毒性T淋巴细胞。大量体内外实验证实此细胞较LAK细胞和TIL细胞具备更强的杀瘤活性, 杀伤活性高达84.7%。而且维持CIK在体内的细胞毒作用无需依赖大剂量外源性IL-2的持续给予, 具有增殖快、杀瘤活性高、杀瘤谱广、副作用少等优点。此外, 国内外的许多研究还表明, 经肿瘤抗原冲击的DC与T细胞体外共孵育, 所诱导产生的特异性细胞毒淋巴细胞 (简称CTL) 输注给患者, 产生的抗肿瘤免疫保护作用比单独应用抗原或抗原加佐剂效果更好。

研究表明, 将负载抗原的DC与CIK共培养, 可促进DC与CIK增殖速度显著增长, 共培养的细胞DC-CIK具有更高的肿瘤杀伤活性且杀瘤谱广, 同时可以明显增加细胞因子的释放量, DC表面成熟标志高表达。

DC-CIK联合治疗增效的机制可能为: (1) 成熟的DC表面的大量树枝状突起可使其负载肿瘤抗原并呈递给CIK; (2) 激活后的DC分泌IL-12、IL-18及IFN-γ等细胞因子, 刺激Th0、Th2细胞向Th1细胞分化, 并强烈激发Thl型特异性免疫应答;通过MHCⅡ类分子途径将外源性肿瘤抗原呈递给CD4细胞, 同时还提供充分的共刺激信号。由于DC有可能在特异性和非特异性免疫之间起到桥梁作用, 因此DC-CIK治疗已成为肿瘤过继免疫治疗的常见方案。

Ramakrishna等[12]研究发现, 采用不同方法诱导产生的CTL通过使肿瘤细胞对颗粒酶B的渗透性增加, 使肿瘤细胞致敏。这样抗原特异性CTL不仅杀灭表达特异性抗原的肿瘤细胞, 同时也杀灭不表达抗原的肿瘤邻近细胞。将DC和CIK共培养, 不仅增加CIK扩增数量而且增强CIK本身的杀伤能力, 起到了抗肿瘤协同作用。国内有学者报道, 胃癌术后自身CIK细胞和DC联合治疗能明显提高胃癌Ⅰb、Ⅱ、Ⅲa患者的生活质量和无瘤生存期, 但对Ⅲb期患者疗效不明显。李辉等[13]通过观察特异性与非特异性杀伤在细胞因子诱导的杀伤细胞 (CIK) 体外杀伤胃癌细胞 (SGC-7901) 中所起的作用, 证实经抗原致敏的DC与CIK共培养后, DC可能激活CIK细胞群中部分静止T细胞成为抗原特异性CTL, 在非特异性杀伤活性增加的同时, 表现出部分特异性杀伤活性。用胃癌患者自身的癌抗原制备抗原致敏的DC-CIK用于临床治疗, 可将疗效从原有的非特异性杀伤效应的基础上再增加约1/3的特异性作用, 为临床上应用CIK治疗胃癌提供了实验及理论依据。2005年, 日本的Kaneko等对46位胰腺癌患者进行了研究, 证实了单独应用CD3-AK细胞和吉西他滨联合CD3-AK细胞是治疗胰腺癌的有效治疗手段, 两种治疗方案之间对胰腺癌患者治疗效果并没有明显的差异, 但是加用吉西他滨在改善患者整体状况, 减轻疼痛方面有明显作用[14]。马东、杨晓玲等针对58例DC-CIK细胞治疗联合化疗的进展期胃肠道肿瘤患者, 同期临床特点相近的病例68例作为对照组接受单纯化疗, 比较两组患者治疗后患者细胞免疫功能、近期疗效、生存质量等, 并观察DC-CIK细胞治疗的安全性。结果证实与单纯化相比, 以DC-CIK为基础的过继性细胞免疫治疗安全、有效, 可提高缓解率, 改善患者生存质量[15]。2010年, 张效东、周宁新等对55位消化道肿瘤患者采取DC-CIK过继免疫治疗联合微创手术进行研究, 分别采用了TACE术、腹腔镜手术或者达芬奇机器人辅助手术联合DC-CIK免疫细胞局部输注方案, 结果证实这些技术是安全可行, 初步结果证实其疗效显著[16]。莫晨和高锦等应用DCI联合全身化疗治疗晚期消化道肿瘤患者23例作为联合治疗组, 同期进行单纯化疗的20例晚期消化道肿瘤作为对照进行研究, 结果证实DC-CIK联合化疗治疗晚期消化道肿瘤具有更好的疗效, 其临床受益反应有较大提高, 免疫功能有所改善, 3年生存率提高[17]。王志华和陆宝石等选择中晚期消化道恶性肿瘤患者118例, 采用自体单个核细胞制备CIK细胞, 培养2~3周后给予静脉输注治疗, 结果, 食管癌、胃癌、结肠癌DCR分别为55.26% (21/38) 、64.91% (327/57) 、65.22% (15/23) 。无心、肝、肺、肾脏中毒反应。证明CIK治疗恶性消化道肿瘤安全可靠, 副作用小, 疗效确切, 能有效改善患者细胞免疫状态, 提高患者生存质量, 抑制肿瘤增长, 提高治疗效果[18]。

6 CTL

肿瘤过继免疫治疗的最佳效应细胞是以CTL为代表的特异性杀伤细胞, CTL杀伤靶细胞时的MHC限制性, 既给CTL过继治疗带来巨大阻碍, 也是CT L特异性杀伤的分子基础。近几年来对肿瘤特异性抗原的认识以及对MHC-TCR-抗原肽三元体结构研究的突破性进展为CTL特异性主动免疫和过继免疫治疗奠定了基础。

2007年, Kawaoka等利用表达MUC1的胰腺癌细胞系YPK-1刺激CTL细胞制备了特异性的CTL, 分别进行体内外试验, 证明CTL细胞对胰腺癌细胞具有强的杀伤能力, 并使胰腺癌患者生存期得到延长。2011年, 美国的Katari等利用CAR-PSCA转染的T细胞进行体外实验, 证实PSCA表达于大量的胰腺癌细胞, 由其转染的T细胞具有杀伤胰腺癌细胞的能力[19]。目前, Rosenberg等正在做TIL和Aldesleukin治疗胰腺癌等消化系统恶性肿瘤疗效的评估。Globe Immune公司的主导肿瘤候选疫苗是GI-4000, 该疫苗由重组的面包酵母表达, 用于治疗由于RAS蛋白变异所引起的胰腺癌。宾夕法尼亚大学的O'Dwyer等正在对胰腺癌患者展开GI-4000联合过激性T细胞治疗的研究。英国的Hawkins等利用表达MFE23单链Fv段的抗CEA抗原的T淋巴细胞结合化疗药物针对包括胰腺癌在内的CEA表达阳性的癌症患者展开研究, 目的是研究此CTL对于癌症患者的治疗效果和寻找一个最适剂量。

7 γδTcell

根据T细胞表面抗原受体 (T cell receptor, TCR) 的类型, T细胞可分成αβT细胞和γδT细胞。αβT细胞主要参与获得性免疫过程, 通过MHC限制性识别肿瘤细胞。然而, 肿瘤细胞能通过MHC突变, 削弱抗原递呈, 诱导产生抑制性免疫细胞等免疫逃避机制, 阻断抗原识别过程。γδT细胞被认为是介于获得性与天然免疫之间的特殊免疫细胞类型, 占CD3+T细胞的1%~5%, 大部分T细胞不表达CD4 CD8分子, 有特异性识别抗原功能而无MHC限制, 并在机体抗感染和自身免疫疾病及抗肿瘤等过程中起重要作用[20, 21]。

目前用于抗肿瘤研究的T细胞主要是Vγ9Vδ2T细胞[22]。利用非肽磷酸抗原体外激活Vγ9Vδ2T细胞, 已被证实在体外、体内可抑制多种肿瘤生长。Maeurer等从原发性或转移性结肠癌组织中分离到γδT细胞, 发现其能识别不同来源的上皮性肿瘤细胞[23]。此外, Corvaisier等从腹水分离到一株Vγ9Vδ2T细胞, 可杀伤大部分结肠癌细胞系, 并发现其杀伤作用依赖于肿瘤细胞的IPP产量及ICAM1的表达情况, 而对正常结肠细胞没有作用, 并进一步在73% (11/15) 结肠癌TIL中分离出Vγ9Vδ2T细胞[24]。最近Todaro等利用唑来膦酸体外激活外周血提取的Vγ9Vδ2T细胞, 在效靶比 (effector targe, ET) 为20:1时可杀伤60%的CD133+大肠癌干细胞。这是目前第一个证实Vγ9Vδ2T细胞可杀伤肿瘤干细胞的研究[25]。

病人自体肿瘤细胞 篇4

1 资料与方法

1.1 临床资料

本组行自体外周血干细胞移植的终末期肝病病人64例, 男49例, 女15例;年龄25年~58岁 (40.5岁±7.9岁) ;病程6年~17年, 平均7.5年;肝功能Child-Pugh 分级:B级43例, C级21例。诊断均符合:①1995年北京会议修订的肝硬化诊断标准;②按Child-Pugh分级为B级或C级;③B型超声示腹腔积液中等量以上。

1.2 手术方法

皮下注射粒细胞集落刺激因子 (瑞白) 100 μg/d, 连用4 d~5 d, 进行动员治疗。第4天或第5天, 行血常规检查达到采集标准后, 采集外周静脉血使用血细胞分离机, 采用特殊程序采集干细胞。将采集后的干细胞在局部麻醉下, 通过介入的方法经股动脉插管至肝固有动脉入口移植于肝内。术后加压包扎, 返回病房。干细胞经过分化再生, 形成正常的肝细胞, 使肝脏得到修复, 恢复肝功能。

1.3 结果

本组64例行自体干细胞移植病人术后随访显示, 术后1周, 79.2%的病人精神好转, 食欲增加, 全身乏力不适症状改善, 腹胀减轻, 尿量逐渐增加;术后2周, 白蛋白逐渐升高;术后4周, 丙氨酸转氨酶逐渐降低, 白蛋白逐渐升高;术后随访6个月~12个月的病人, 显效率30.8%;随访12个月~24个月的病人, 显效率37.5%。

2 护理

2.1 移植前的护理

2.1.1 术前准备及检查

完善各项检查, 如血常规、凝血功能、肝肾功能、电解质、乙肝系列、心电图、胸部X线片、电子胃镜检查等, 以全面了解病人情况;训练病人床上排便、憋气等动作, 进行抗生素过敏试验;介入侧腹股沟备皮, 观察病人足背动脉搏动情况, 便于术后对照观察。

2.1.2 骨髓动员过程中的护理

保护采血部位, 手术前3 d禁用术侧肘静脉采血、输液;遵医嘱皮下注射粒细胞集落刺激因子瑞白100 μg/d, 连用4 d~5 d;每天监测血常规, 防止中性粒细胞过度增加;观察用药的不良反应, 如乏力、头痛、肌肉酸痛、骨痛、腰痛、发热、变态反应等, 并做好对症护理及病人的心理护理。本组8例病人出现乏力、发热, 经停药、退热等对症处理恢复正常, 未影响手术;2例病人反应严重, 停药观察后延期手术。

2.1.3 心理护理

肝硬化失代偿病人并发症较多, 病情反复, 预后差, 病人普遍存在焦虑、忧郁、烦躁、易怒、失望等心理反应[2], 这些负性心理使病人对治疗信心不足。护士应向病人及家属讲解干细胞移植的基础知识, 如干细胞的采集、移植的过程以及可能出现的并发症, 介绍疾病特点、治疗机制及治疗效果;讲明国内外已初步将该技术应用于临床, 结果证明, 移植了自体干细胞的终末期肝病病人肝功能明显改善, 生活质量明显提高;由于采用的是自体干细胞, 不存在排斥反应及异体输血并发症的问题, 以消除或减轻病人恐惧心理, 使其正确认识并配合治疗。

2.2 移植干细胞后的护理

2.2.1 一般护理

①绝对卧床休息24 h, 穿刺处加压包扎后用砂袋压迫伤口6 h~8 h, 穿刺侧下肢保持伸直位并制动, 防止穿刺点出血。②观察穿刺部位有无渗血、血肿以及足背动脉搏动情况、术侧肢体颜色、温度等, 24 h后解除加压包扎。③连续24 h动态监测生命体征变化。术后立即测1次, 回病房后前2 h每30 min测量血压1次, 以后2 h测2次, 再改为每4 h测1次。特别注意前2 h严密观察血压, 以防活动性出血。

2.2.2 病情观察

注意病人有无意识改变, 警惕肝性脑病及时应用抗肝性脑病药物, 如门冬氨酸鸟氨酸注射液、支链氨基酸等。注意有无发热、恶心、呕吐及腹痛等症状, 发现异常及时报告医生给予相应处理。经精心观察与护理, 本组未发生肝性脑病及发热、恶心、呕吐等。每天测量体重、腹围以了解腹腔积液消退情况。监测肝功能、凝血时间, 尤其是监测血清蛋白水平。

2.2.3 介入并发症的观察与处理

介入并发症主要包括穿刺部位出血与血肿、夹层动脉瘤、局部血栓形成等。病人术后返回病房时, 观察并记录足背动脉搏动情况;穿刺处敷料外观有无渗血并根据血污估计渗血量;对照健侧肢体直径了解有无肿胀;观察穿刺侧肢体的皮肤温度和下肢颜色, 以后每2 h观察并记录1次;监测生命体征;询问疼痛性质和浅感觉是否异常, 估计术后股动脉是否有出血和血栓形成, 以便医生及时处理。本组病例有1例因术后压迫穿刺部位不当发生局部皮下血肿 (5 cm×5 cm) , 有触痛, 经重新加压按压, 24 h后局部热敷10 d, 血肿消散, 余无其他并发症发生。

2.3 饮食护理

自体干细胞移植不会引起排斥反应, 但增加营养、提高机体免疫力非常重要[3]。护士应协助并指导病人少食多餐, 宜以清淡易消化、低脂、高蛋白、高维生素饮食为主, 适当摄入粗纤维以保持大便通畅。蛋白质是肝细胞修复和维持血浆清蛋白正常水平的重要物质基础, 应保证其摄入量。蛋白质来源以豆制品、鸡蛋、牛奶、鱼、肌肉、瘦猪肉为主[1]。有肝性脑病前驱症状者, 应限制蛋白质, 病情好转后再逐渐增加摄入量。

2.4 出院指导

嘱病人养成良好的生活习惯, 如进食低盐、低脂饮食, 戒烟酒;合理安排日常活动, 劳逸结合, 保持情绪稳定, 保持大便通畅;预防感冒;禁用损肝药物;术后1周、2周、4周、8周复查肝功能、血常规、凝血功能、内毒素、腹部B型超声等;以后每月复查肝功能, 如出现不适, 及时复诊。

参考文献

[1]尤黎明, 吴瑛.内科护理学[M].第4版.北京:人民卫生出版社, 2006:225-233.

[2]王连红.肝硬化失代偿引起电解质紊乱的观察及护理[J].江苏医药, 2007, 33 (5) :528.