抗体检测（共12篇）
抗体检测 篇1
猪蓝耳病是由动脉病毒科的猪繁殖于呼吸综合症病毒引起, 以高热不退, 流产呼吸困难, 耳朵发紫, 并发其他传染病为主要特征, 近10年来在我国流行严重, 损失重大, 我国已将其列入强制免疫范围, 而免疫抗体监测是检验免疫是否合格的唯一标准, 本文谈谈用猪蓝耳病病毒抗体监测试剂盒对蓝耳病的实验室抗体监测实验。
1 原理及用途
微孔板上包被的猪蓝耳病病毒抗原, 可与待测样品中的特异性抗体反应, 形成抗原抗体复合物被吸附到固相上, 再加入酶标记的抗猪抗体, 则形成固相猪蓝耳病病毒抗原-猪蓝耳病病毒抗体-HRP免疫复合物, 洗涤后, 如待测样品中含有猪蓝耳病病毒抗体, 加入显色剂即显色, 为阳性, 反之为阴性。
2 试剂盒组成
包括:包被反应板 (96孔) 2块;酶标记结合物、阳性对照、阴性对照、显色液A、显色液B、终止液、浓缩洗涤液 (20倍) 、样品稀释液各1瓶;说明书1份;封板膜6张。
3 实验所需器材
(1) 精确地单道微量移液器和多道微量移液器, 适用于吸取10~1000μL的液体。操作步骤中所要求的试剂移取体积要求移液器的误差不超过±5%。
(2) 一次性移液器吸头, 2m L离心管。
(3) 配制洗涤液用的500m L量筒。
(4) 96孔酶标仪, 带有450nm单波长的滤光片。
(5) 37℃的恒温箱。
(6) 滤纸、移液槽、振荡器、密封反应板的封膜、可盛放液体和消毒液的容器。
(7) 防护物品:防护服、口罩、手套等。
4 实验步骤
4.1 配洗液
将50m L洗液 (20×) 加纯化水稀释至1000m L, 充分摇匀后备用。
4.2 编号
每次试验应在包被板上设空白对照孔1孔, 阴、阳对照孔各两孔, 其余为待检样品孔。
4.3 加样品稀释
用移液器在包被板的待检样品孔中加入样品稀释液, 每孔100μL, 空白孔、阴性、阳性对照孔不加样品稀释液。
4.4 加样
分别于各待检样品孔中加入待检样品10μL, 阴性、阳性对照孔分别加入阴性、阳样血清100μL, 空白孔不加样。注意:加样的同时记录好各样品和阴阳对照及空白孔的次序或位置。剩余的板条放入密封袋中保存, 以备用。
4.5 温育 (一)
样品加完后, 充分混匀, 用封板膜覆盖板条, 以免孔内液体蒸发或水珠滴入, 然后置于37±2℃的恒温箱中孵育30min。
4.6 洗板 (一)
(1) 手洗:从恒温箱中取出, 甩净孔中液体, 用稀释好的洗涤液加满每孔 (约300μL) , 停留15~30s后甩净、在吸水纸上拍干反复洗板5次。
(2) 洗板机洗:从恒温箱中取出, 甩净孔中液体, 用稀释好的洗涤液注满反应孔 (约300μL) , 确保每次吸净无残留, 停留15~30s后甩净、在吸水纸上拍干反复洗板5次。
4.7 加酶标记结合物
除空白对照外, 其余各孔垂直滴加酶标记物100μL, 混匀。
4.8 温育 (二)
封膜, 置于37±2℃的恒温箱中孵育30min。
4.9 洗板 (二)
方法同洗板 (一) 。
4.1 0 显色
每孔 (含空白孔) 垂直滴加显色液A、B各50μL (约1滴) , 混匀, 置于37℃的恒温箱避光显色10min。
4.1 1 终止和测定
每孔 (含空白孔) 立即加入终止液50μL (约1滴) , 混合后以空白孔调零, 用酶标仪450nm波长测定吸光值。
5 结果判定
5.1 在酶标仪上, 以空白孔调零, 450nm波长测定吸光值。
实验成立条件:阴性对照值孔OD≤0.25, 阳性对照值孔OD≥0.7, 空白对照值孔OD≤0.15, 否则实验不成立, 重做。
5.2 判定标准
(1) 试剂盒cutoff值=0.1+阴性对照平均值 (若阴性对照OD平均值<0.05, 则按实际值计算, 若阴性对照OD平均值≥0.05, 则按0.05计算)
(2) 若待检样品OD<0.9倍cutoff值, 判为阴性。
(3) 若待检样品OD>1.1倍cutoff值, 判为阳性。
(4) 若待检样品OD处于0.9倍cutoff值与1.1倍cutoff值之间, 判为可疑。
6 注意事项
(1) 将试剂盒从2~8℃冰箱中取出放置室温平衡30min左右。
(2) 猪血清样品必须无菌, 新鲜、清亮、透明、无溶血、无腐败, 不能反复冻融。
(3) 严格按照说明书, 在有效期内使用。
(4) 不同批号的试剂不得混用。
(5) 待检血清染菌、严重溶血或高血脂可能引起错误结果, 应重新采样。
(6) 避免强光照到显色液, 或接触到氧化剂。盛放显色液的容器要用干净的玻璃或塑料器皿。
(7) 所有试剂一律放置2~8℃保存。用前恢复至室温 (约30min) , 用完后返回到2~8℃冰箱, 以便下次使用。
(8) 没有用完的微量反应板应贮存于自封带中, 于2~8℃冰箱中存放。
(9) 严格按照操作程序, 仔细地吸液、计时、充分洗涤, 对于获得精确和准确的结果是非常必要的。每个样品使用不同的吸头。洗板过程中, 甩水以及在吸水材料上扣板要轻, 否则易将板条甩掉。吸干后, 应尽快加入下一个试剂, 避免孔壁变干, 影响实验效果。
(10) 底物为强酸, 加样时一定要小心。
(11) 终止液加完后, 要立即进行酶标仪测定, 不要间隔时间过长, 以免影响实验效果。
(12) 任何样品都应作为具有传染性样品对待, 用过的材料要进行无害化处理。
总之, 我们要认真对待, 严格按照操作程序去做, 牢记实验过程中应特别注意的事项, 提高熟练程度, 这样才能做到实验的准确。
抗体检测 篇2
文件编号：MXMBY/W66－001 标题：HIV实验室各项规章制度及标准操作规程
版号：第 1 版
1/2
HIV抗体初筛检测程序
1.实验准备：试验开始前将试剂和样品放置在室温，按实验室SOP或者试剂说明书做好试剂准备。
2.实验操作（以华大吉比爱生物技术公司的Anti-HIV 1+2 Antibody ELISA Kit 为例）：
a 取出HIV抗原包被板。每次试验设空白对照1孔，阴、阳性对照2孔。除空白对照外，分别加入HIV阴、阳性对照各50微升，其余孔加入待检血清各50微升。贴上封口胶，置37℃温育30分钟
b 将50倍浓缩液用纯化水50倍稀释后备用
c 弃去各孔中样品、拍干。每孔加满洗液，静置数秒后弃去，如此重复洗5次，拍干。
D 除空白孔外，每孔加入酶标抗原工作液50微升，贴上封口胶。37℃温育20分钟。
e 弃去各孔中酶液，用洗液反复洗涤5次（操作同步骤3）f 每孔加入底物液A 50微升，再加入底物液B 50微升，轻拍混匀，置37℃避光显色10分钟
g 显色完毕后，每孔加入终止液50微升，轻拍混匀，立即以空白孔调零，置酶标仪450nm波长处测定OD值（参考波长为630nm）3.结果报告：对呈阴性反应的样品，可由初筛实验室出具HIV抗体阴性报告；对呈阳性反应的样品，须进行复查，不能出阳性报告，可出具“HIV抗体待复查”报告。梅县区慢性病防治院作业指导书
文件编号：MXMBY/W66－001 标题：HIV实验室各项规章制度及标准操作规程
版号：第 1 版
1/2 4.复检试验：对初筛呈阳性反应的样品用原有试剂和另外一种不同原理或不同厂家的筛查试剂重复检测。
抗体检测 篇3
【关键词】酶联免疫吸附试验；ELISA;梅毒螺旋体特异性抗体明胶凝集试验；TPPA;梅毒抗体
【中图分类号】R377+1【文献标识码】A【文章编号】1007-8517(2009)10-0077-01
梅毒是由梅毒螺旋体感染引起的性传播疾病.目前梅毒检测常用方法[1]主要有:快速血浆反应素试验(RPR)、甲苯胺红快速反应素试验(TRUST)、梅毒螺旋体EUSA试验(ElSA)、梅毒螺旋体血凝试验(TPHA)和梅毒螺旋体颗粒凝集试验(TPPA)等，有时也用到免疫印迹法和PCR方法。高敏感性和特异性的检验方法对于该病的确诊和治疗具有重要意义。我们采用梅毒螺旋体特异性抗体明胶凝集试验(TPPA)和酶联免疫吸附试验(ELISA)对2000份血清标本进行了检测比较，现报道如下。
1材料与方法
1.1标本来源选取我市2006年10月～2008年10月献血者和梅毒临床患者共2000份血清标本，男1236例、女764例，其中包括1700份健康献血者血清、300份梅毒患者血清。
1.2试剂TP-ELISA试剂盒购自北京万泰生物药业有限公司，IPPA试剂盒购自日本富士瑞必欧株式会社，均批检合格，在有效期内使用。
1.3方法所有标本均采用ELISA和TPPA进行血清梅毒螺旋体抗体平行检测，具体操作和结果判定均按试剂盒说明书进行。
1.4统计学处理采用统计学软件SPSS13.0对所得数据进行统计学分析，率的检验采用卡方检验，P<0.05，差异有统计学意义。
2结果
2.1酶联免疫吸附试验(ELISA)和梅毒螺旋体特异性抗体明胶凝集试验(TPPA)两种方法检测对300份梅毒患者血清检测结果比较，见表1。
2.2两种方法对1700份献血者血清检测结果见表2。
3讨论
梅毒是一种由苍白密螺旋俸所致的密螺旋体病，主要通过性接触、血液、母要垂直传播。20世纪60年代初得到较彻底的控制。1973年梅毒死灰复燃，卷土重来，20世纪80年代后期，国内各地先后均有早期梅毒的病例报道，以后呈直线上升，成为仅次于艾滋病的对人体危害最大的性传播疾病．无偿献血者血液初筛检测中，梅毒抗体阳性率也高达2.0%．其中工人、农民、流动人口的检测阳性率为3．58％[2]。而且，早期梅毒患者作为供血者，可以通过输血传染梅毒[3]。因此，必须选用高质量的梅毒检测试剂，加强对献血者梅毒的检测，以控制其经输血传播。
人体感染梅毒螺旋体后，可以产生特异性梅毒螺旋体抗体和非特异性抗体即反应素，前者比后者出现得早，即使通过抗梅毒治疗后，梅毒螺旋体抗体仍可终生存在[4]。TPPA试验方法是将特异性TP抗原包被在明胶颗粒上，省略了吸收剂，不受生物因素影响，与血清中特异性TP 抗体结合后出现肉眼可见的凝集反应的检测方法。TP以是目前公认较好的梅毒抗体确认方法，敏感性高，特异性强。ELISA法是利用基因重组工程合成抗原，检测血清中梅毒特异性抗体，在梅毒各期均有较高敏感性，TP-ELISA是利用重组梅毒螺旋体的特异性抗原包被酶标板孔，并采用双抗原夹心法检测血清标本中的梅毒特异性IgM和IsG抗体，对早期和晚期梅毒都有较高的检出率[5]，但ELISA法也存在着假阳性问题[6]。
本文结果表明，TP-ELISA法的假阳性率为0.35％。通过本文实验，我们发现ELISA和TPPA都具有较高的敏感性和特异性，两法的检测结果无显著性差异(P>0.05)。因TPPA用肉眼判断结果，使结果可靠性下降，并且试剂昂贵，整个检验过程几乎全部依赖于手工，操作繁琐，存在操作出错的风险，检测时需将样本作系列稀释，不利于大批量样本筛查，也不便用于疗效判断。而ELISA现已利用全自动加样器和全自动酶免分析仪，实现了从标本加样、温育、洗板、加试剂到结果判断等整个检验过程的完全自动化，可同时检测大批量标本，操作简便，极大地减少了人为因素的影响;可实现室内质量控制的标准化;结果判断客观、准确;利用微机保存并管理原始检验结果，便于查询;适合血站大规模的血液筛检[7]。因此，综合考虑方法学和实际操作等因素，ELlSA目前最适合血站大规模的血液筛检。
参考文献
[1]王培华.输血技术学[M]，第2版.北京:人民卫生出版社，2002:113-116.
[2]利忠，黄宏科，何伟胜．崇左市无偿献血者梅毒感染情况的初步调查[J]．广西医学，2005，27：141
[3]周林，武峰．输血医疗纠纷与事故的防范[M]．北京：中国科技出版社。2006:204
[4]王培华．输血技术学[M]．2版．北京：人民卫生出版社，2002：113-116
[5]胡小兵，李俊杰，赵艳杰．TRUST与TP—ELISA法对无偿献血者血清梅毒检测对比分析[J]．中国误诊学杂志，2005，5(5)：885～886
[6]林常青．RPR和TP-PA法梅毒检测方法的比较[J]．中国误诊学杂志，2004，4(9)：1448
[7]刘明，张小华．ELISA法与TRUST法检测梅毒结果的分析[J]．中国输血杂志，2002，15(2)：122-123
(收稿日期：2009.02.14)
影响鸡抗体检测结果的因素 篇4
1. 外界环境因素
(1) 温度。包括抗原、血清、红细胞及各种仪器的温度。温度的高低影响到抗原、抗体及红细胞的活性高低, 温度过高会破坏红细胞表面的凝集素, 温度过低会出现不凝集或不抑制现象, 使监测结果不准确。检测抗体时, 必须将所需物品达到室温后再检测, 最适温度18～25℃。 (2) 96孔微量板、加样槽等清洁程度。微量板应先用盐酸水浸泡1～2天, 用清水反复冲洗后, 再用超声波洗板机清洗10分钟, 然后用蒸馏水逐孔冲洗、烘干或晾干。加样槽用清水反复清洗干净后, 用蒸馏水冲洗、拍干或晾干。只使用清水冲洗而不用蒸馏水, 清水中的自凝因子沉积或粘附在孔内或槽内, 造成监测结果不准或异常现象, 即出现非凝集非抑制的情况。 (3) 移液器的精确度。除仪器本身的精确度外, 是否在移液器本身微量范围内使用, 移液器吸头与吸嘴是否吻合, 有没有漏气现象, 多道移液器每支吸头吸取量是否一致, 否则容易使H I滴度出现“跳孔现象”。 (4) 鸡红细胞的要求及处理。必须抽取成年健康且未免疫的公鸡血置于2倍量的阿氏液中, 使用前用生理盐水离心洗涤3～5次, 每次吸去上层澄清液及细胞膜, 让红细胞充分洗涤干净, 否则会严重干扰血凝试验和血凝抑制试验, 出现红细胞不沉淀、沉淀过快或部分凝集等, 洗涤好的红细胞置于3～5℃冰箱内保存备用。
2. 抗原的效价因素
无论使用那一家生产的诊断抗原, 每次使用前一定要测定其效价, 非常重要而不可缺少。所谓效价就是以病毒与红细胞完全凝集的稀释孔为抗原的效价, 再根据其效价用生理盐水配制成8个和4个凝集单位的抗原悬液, 无论是配制好或是上一批用剩的抗原, 每次检测使用前都要进行抗原效价检测, 证实该稀释度是否合理, 即以8单位前3孔完全凝集、4单位前2孔完全凝集为准。笔者认为影响抗原凝集的因素, 除抗原制备方法与纯度外, 还与鸡只的个体差异密切相关, 建议把几只鸡的红细胞混合后配制, 每次采血只数不应低于3只。
3. 被检血清的因素
血清应无菌、无味, 为透明澄清稍带黄色液体, 凡有溶血、胶冻样及变味血清都会造成监测结果不准, 如结果偏低或只出现凝集而不抑制现象。
4. 免疫因素
不同免疫期或受其他病毒疫苗的免疫干扰等都会影响检测结果。如新城疫疫苗接种后1～3天内抗体水平较低, 鸡瘟疫苗接种后15天内再接种新城疫疫苗, 鸡瘟疫苗会对新城疫疫苗的HI抗体产生干扰作用。
5. 检验员的熟练程度
抗体检测 篇5
摘要：目的探讨HIV抗体初筛检测质量影响因素的分析。方法将12,600例HIV抗体初筛标本为研究对象，均运用ELISA法检测，并将初筛试验结果阳性的35例送于市疾病预防控制中心实验室作进一步确定;结合ELISA法检测过程作检测质量影响因素分析。结果12,600例实验对象中，有9例HIV抗体阳性，有26例HIV抗体假阳性，初筛试验阳性准确率为25.71%;ELISA法检测HIV抗体影响因素可涉及各个检测环节，尤其是①标本、②试剂、③温度、④人员操作技术等。结论采用ELISA法进行HIV抗体初筛过程中，需积极消除各个操作环节中影响因素，以有效避免出现筛查假阳性、筛查假阴性情况，以提高检验准确性与可靠性。
抗体检测 篇6
关键词：伪狂犬；gpI抗体；gB抗体；免疫接种
中图分类号： S858.28 文献标志码： A 文章编号：1002-1302（2015）10-0262-02
伪狂犬病（pseudorabies）是由伪狂犬病病毒引起的发生在多种家畜、野生动物中的急性传染病。伪狂犬病病毒感染猪可以引起种猪繁殖障碍、产弱仔，新生仔猪表现为共济失调、抽搐、甚至突然死亡等。近年来，随着我国养猪规模的不断扩大，农户饲养管理水平参差不齐，猪伪狂犬在各地的发病率呈明显上升趋势。目前，伪狂犬病主要采用gpI缺失疫苗进行免疫，与之配套的检测方法有gB抗体检测试剂盒进行抗体检测及gpI抗体检测试剂盒进行野毒感染抗体检测。通过检测上述2种抗体水平来了解猪场的免疫水平、野毒感染情况，及时微调免疫程序，保证被检猪群安全。2014年6月，在安徽省和县某存栏300头生产母猪的规模猪场，种猪群在5月的检测中伪狂犬gpI抗体均为阴性，伪狂犬gB抗体水平良好。由于周围猪场存在猪伪狂犬野毒感染，送检不同日龄猪血清进行相关检测，以及时发现现存问题及潜在风险，具体报道如下。
1 材料与方法
1.1 血清样品
来自该规模化猪场2～22周龄（2周龄为1个阶段，每阶段采10头）11个阶段的110份血清。该猪场免疫某生物制品厂的伪狂犬基因缺失疫苗，伪狂犬免疫程序为：母猪采用“一刀切”的方式每年普免3次，商品猪在70日龄时按 1份/头进行肌注免疫1次。
1.2 主要试剂及仪器
猪伪狂犬病毒gpI抗体检测试剂盒（PRV gl Ab）和猪伪狂犬病毒gB抗体检测试剂盒（PRV gB Ab）均购自美国IDEXX公司。宝特ExL 800酶标仪（美国宝特公司）、CentrifugpI 5424R离心机、各种规格移液器均购自德国 Eppendorf 公司恒温箱水浴锅等。
1.3 方法
严格按照试剂盒说明书要求进行操作。结果判定标准：被检样品S/N>0.70，样品判为阴性；被检样品S/N≤060，样品判为阳性；0.60
2 结果与分析
2.1 猪伪狂犬gpI抗体检测结果
检测的110份血清猪伪狂犬gpI抗体全部为阴性，即商品猪未感染猪伪狂犬野毒，这与母猪群5月的检测结果一致，同时也说明检测到的伪狂犬gB抗体为疫苗免疫所产生。
2.2 猪伪狂犬gB抗体检测结果
不同周龄猪伪狂犬gB抗体的检测数据见表1。由图1可知，随着仔猪周龄的增加，伪狂犬gB抗体阳性率逐渐下降，10周龄时达到最低值70%，仔猪在10周龄免疫后4周猪伪狂犬gB抗体阳性率上升至较高水平，并一直维持至20周龄。由图2可知，随着仔猪周龄增长，伪狂犬gB抗体平均值呈先上升后下降趋势。12周龄后伪狂犬gB抗体平均值逐渐上升，14周龄时伪狂犬gB抗体达到较高水平，并一直维持到20周龄，说明仔猪在10周龄时进行猪伪狂犬疫苗免疫的时机是正确的。20周龄后抗体平均值又开始下降，此时已接近猪的出栏时间。由图3可知，2～4周龄仔猪伪狂犬gB抗体水平和抗体均匀度相对较好；仔猪6周龄后伪狂犬gB抗体的离散度逐渐增加。10周龄疫苗免疫后，抗体水平逐渐上升，但抗体离散度仍然较大，说明猪只之间存在着个体差异，在相近的免疫条件下，不同豬反映不同的抗体水平。
3 结论与讨论
选择科学的时间点进行仔猪的免疫，是伪狂犬能否成功免疫的关键，因此，最大限度消除母源抗体的影响对免疫程序显得尤为重要。本研究结果表明，仔猪在6周前抗体水平下降较慢，从第10周开始抗体水平下降明显加快，10周龄疫苗免疫后伪狂犬gB抗体逐渐上升，并维持较长时间的高抗体水平，说明目前使用的伪狂犬免疫程序科学有效。由于该场管理正规，生物安全措施严格，所用疫苗质量稳定，同时该场为伪狂犬野毒阴性场， 所以仔猪只免疫1次伪狂犬疫苗。这也表明只要综合防治措施到位，定期检测，保持全场猪群猪伪狂犬野毒抗体阴性是切实可行的，这也将大大提升规模猪场的生产效益、品牌效应。
3.1 量身定制适合本场的免疫程序
规模化猪场的免疫程序必须适合本场的实际情况，检测本场不同周龄猪的抗体水平是量身定制适合本场的免疫程序的根本依据。曾强报道，母猪产前30 d免疫伪狂犬疫苗，仔猪30日龄时获得母源抗体合格率为93.3%以上，且母源抗体可以维持到60日龄[1]。周小兵等报道，伪狂犬母源抗体在65～75日龄之间下降到最低[2]。刘明亚等报道，出生仔猪伪狂犬抗体水平较高，并呈缓慢下降趋势，45日龄进行伪狂犬疫苗免疫，伪狂犬抗体呈加速下降趋势[3]。童光志认为，母源抗体的半衰期应该在15 d左右[4]。本试验猪场多批次统计数据显示，商品猪100 kg体质量的平均日龄小于160日龄，高于行业平均水平，也从另一方面验证了本场目前使用的免疫程序是科学有效的。
3.2 伪狂犬净化的思考
猪群的健康状况是猪场能否持续经营的关健，也是决定猪场生产成本的主要因素，近年来，猪伪狂犬病给我国的养猪业造成了严重的经济损失，因此有计划地开展猪伪狂犬病的净化对于提高规模化猪场的经济效益具有重要意义[5]。（1）种猪群的净化。伪狂犬病病毒可以通过精液进行传播，种猪群的带毒率直接影响整个猪群的伪狂犬病流行，通过监测种猪群的感染与免疫状态，淘汰感染种猪是有效控制仔猪发生伪狂犬病的有效途径。（2）后备母猪的净化。后备母猪在入群前应进行猪伪狂犬gpI抗体筛查，对抗体阳性者不予入群，保证入群后备母猪质量，进而达到控制、净化种猪群的目的。（3）仔猪的免疫净化。了解猪场仔猪伪狂犬母源抗体的消长规律，制定有效、个性化的免疫程序。（4）伪狂犬野毒阳性猪场。除对初生仔猪在1～3日龄进行滴鼻免疫外，还应在70、100日龄分别进行1次颈部接种，生产猪伪狂犬野毒抗体阴性后备猪。（5）技术依托。许多猪场尤其是中小规模猪场只注重免疫而不注重检测，大规模猪场可以投资建设完备的检测实验室，技术人员及时对结果进行总结分析。中小规模猪场应找到可信任的技术依托平台，进行免疫检测、疫病咨询，有疫情时及时沟通送诊。
参考文献：
[1]曾 强. 规模化猪场PRV感染检测与免疫防制研究[D]. 广州：华南农业大学，2006.
[2]周小兵，吴桂锋，顾爱民，等. 商品猪不同日龄伪狂犬（野毒）抗体跟踪的体会[J]. 今日养猪业，2008（4）：27-28.
[3]刘明亚，陈 闻，李玉峰. 猪瘟和伪狂犬抗体水平对疫苗免疫的影响[J]. 畜牧与兽医，2010，42（2）：68-70.
[4]童光志. 仔猪的免疫[J]. 国外兽医学畜禽传染病，1993，13（8）：30-32.
[5]孙圣福，陈 静，马慧玲，等. 不同日龄猪伪狂犬抗体跟踪监测与分析[J]. 中国畜牧兽医，2011，38（4）：232-234.覃 军，梁珠民，李军成. 规模化猪场主要疫病抗体监测与免疫效果分析 [J]. 江苏农业科学，2015，43（10）：264-266.
肝病患者丙肝抗体检测结果分析 篇7
1 材料与方法
1.1 血清标本
50例接受过输血或血制品 (接受组) 及50例未接受过输血或血制品 (未接受组) 的肝炎患者血清, 均为我院肝病科住院患者。接受组男31例, 女19例, 年龄13岁～20岁11例, 21岁以上39例;慢性肝炎中度3例, 慢性肝炎重度24例, 肝炎后肝硬化19例, 慢性重型肝炎4例。未接受组男30例, 女20例, 年龄13岁～20岁14例, 21岁以上36例;慢性肝炎中度6例, 慢性肝炎重度23例, 肝炎后肝硬化21例。所有患者均按2000年西安全国病毒性肝炎会议修订的标准进行临床分型。
1.2 检测方法
采用酶联免疫吸附试验 (ELASE) , 试剂由上海科华生物工程股份有限公司提供。
2 结果见表1。
接受组有37例抗-HCV阳性 (占74%) , 21岁以上年龄组的抗-HCV阳性有27例 (占69.2%) 。未接受组有11例抗-HCV阳性 (占22%) , 21岁以上年龄组的抗-HCV阳性有10例 (占27.7%) 。
3 讨论
HCV病毒感染期血清及肝组织中病毒浓度较低, 这样在一般情况下HCV的传播途径主要为输血、母婴间以及注射途径传播, 国内报告接受输血及血制品者抗-HCV阳性率高达66.7%。我科检测了接受过输血或血制品和未接受过输血及血制品的肝病患者抗-HCV各50例, 前者抗-HCV阳性37例高达74%, 后者抗-HCV阳性11例占22%, 因此证明HCV的传播途径主要为输血或血制品。然而未接受组抗-HCV阳性率为22%, 以及21岁以上年龄组抗-HCV阳性率明显高于21岁以下年龄组, 显示了生活中密切接触亦为丙型肝炎病毒不可忽视的传播途径。
全球范围丙型肝炎广泛存在, 对人类健康的危害不亚于乙型肝炎, 且丙型肝炎较乙型肝炎更容易慢性化, 国内专家认为被丙型肝炎病毒感染者50%左右将发展为慢性肝炎, 而且这些慢性肝炎中的20%将最终发展为肝硬化或肝癌。丙型肝炎目前尚无理想的治疗方法, 丙型肝炎疫苗尚未问世, 因此, 在认识和预防丙型肝炎的传播方面应采取积极果断的措施, 在献血员中必须开展严格的丙型肝炎抗体检测。另外需要强调的是严格掌握输血或血制品的适应证。
猪瘟免疫抗体检测及效果分析 篇8
关键词：猪瘟,免疫抗体检测,效果分析
猪瘟是由黄病毒科猪瘟病毒属的猪瘟病毒引起的一种急性、发热、接触性传染传染病。具有高度传染性和致死性。被世界动物卫生组织 (OIE) 列为必须报告的传染病, 对养猪业危害极大。近几年来潼南县通过加大免疫力度防控猪瘟的发生, 为了检测猪瘟免疫效果, 制定合理的免疫程序, 潼南县动物疫病控制部门和养猪场业主制定猪瘟免疫计划提供依据, 于2011年10月在潼南县22个镇 (街) 的规模化猪场和和散养户采血进行猪瘟免疫抗体进行了检测, 现将检测结果分析报告如下。
1 材料与方法
1.1 材料
1.1.1 试剂:
间接血凝抗原、猪瘟标准阴性、阳性血清购自中国农业科学院兰州兽医研究所, 诊断试剂在有效期内使用。
1.1.2 器械:
移液器 (50μL、20μL) 、取液塑料嘴、V型110°96孔血凝板和微量振荡器。
1.1.3 被检血清:
在潼南县22个镇 (街) 的规模化猪场和和散养户中采集猪瘟免疫接种21 d后的猪血清826份, 根据养殖规模和免疫情况分为3个组, 其中第一组:种猪场血清132份, 供采集血清的猪免疫接种2次猪瘟兔化弱毒脾淋苗, 剂量分别为3头份、2头份;第二组:4个规模化商品猪场血清258份, 供采集血清的猪免疫接种2次猪瘟兔化弱毒细胞苗, 剂量为每次3头份;第三组:22个镇 (街) 的散养户130个散养猪场血清436份, 供采集血清的猪免疫接种1次猪瘟兔化弱毒细胞苗, 剂量为2头份。
1.2 检测方法
应用猪瘟正向间接血凝试验 (IHA) , 严格按照诊断试剂说明书的要求进行操作。
1.3 判定标准
在阴性、阳性血清稀释液对照孔合格的前提下, 再观察待检血清各孔, 以呈现“++”凝集的最大稀释倍数为该份血清的抗体效价, 受检血清抗体效价≥1∶32判为合格, 存栏猪免疫抗体合格率≥70%判为合格。。
2 结果
从表1可以看出, 22镇 (街) 的规模化猪场和散养猪场共检测血清样品826份, 抗体效价≥1∶32为826份, 免疫抗体合格率为80.99%, 其中种猪场免疫合格率为94.70%, 规模商品猪场免疫合格率为85.66%, 散养猪场免疫合格率为74.08%。
3 讨论
3.1 检测结果表明, 潼南县种猪场猪瘟免疫效果较好, 但部分规模化商品猪场免疫抗体水平不容乐观, 散养户猪的免疫抗体合格率虽然达到农业部规定的≥70%标准, 但存在感染猪瘟疫情的隐患。免疫抗体合格率不高的原因主要有以下几方面。
3.1.1 疫苗的保存和运输存在问题:有的畜牧兽医站、业主在疫苗运输过程中无冷藏设备, 部分养殖户将疫苗领回去后没有条件达不到将稀释的猪瘟冻干苗存放过久, 造成疫苗效价降低或失效。
3.1.2 免疫注射存在问题:疫苗剂量不足;免疫密度偏低;过早注射, 对刚生下几天的仔猪注射猪瘟疫苗, 母源抗体干扰, 影响免疫效果;注射技术不规范, 不消毒, 不换针头。
3.1.3 没有按科学合理的免疫程序进行免疫, 没有及时采取补免工作一些散养户和专业养殖户动物防疫意识比较淡薄, 1年仅免疫1次, 甚至在猪出现疫病迹象时, 才开展免疫工作, 造成猪群免疫合格率达不到要求。
3.1.4 疾病的影响部分猪场存在普通猪繁殖与呼吸综合征 (PRRS) 等疫病, 使猪体免疫力下降, 对猪瘟疫苗的免疫应答下降, 造成免疫失败;有的猪场存在温和性猪瘟, 由猪瘟病毒的持续感染造成免疫耐受。
3.1.5 饲养管理水平较低的影响部分散养户利用剩饭泔水、霉变饲料, 引起肝细胞的变性坏死、淋巴出血水肿, 严重破坏机体免疫器官, 造成机体的免疫抑制。
3.2 针对潼南县猪瘟免疫现状, 各猪场免疫状态不尽一致, 仔猪的母源抗体消长规律也不相同, 各猪场要建立免疫抗体检测制度, 掌握母源抗体消长规律, 制定适合本猪场的免疫程序, 选定首免日龄, 做好补免工作
3.3 从潼南县部分猪场使用猪瘟兔化弱毒脾淋苗反应效果不错, 而且这次免疫抗体检测, 抗体效价较高, 建议使用猪瘟兔化弱毒脾淋苗, 据研究表明, 猪瘟兔化弱毒脾淋苗的主要优点有:产生免疫快且坚强 (4 d可产生坚强免疫力) ;可抵抗亚临床感染;无外源病毒之忧。
3.4 加强猪场疫病综合防控能力, 淘汰PRRSV、CSFV阳性猪, 减少混合感染机会, 提高猪群整体健康水平。
3.5 对猪瘟的防控不能单靠免疫接种, 还要实行严格卫生消毒制度、科学饲喂、坚持自繁自养、全进全出的饲养方式等综合防控措施。
参考文献
[1]蔡宝祥.当前我国猪瘟防制中存在的问题和对策.现代化养猪企业经营管理研讨会论文集[C];2004年.
[2]邓心武.在猪体内猪瘟兔化弱毒和猪瘟强毒之间的干扰作用.中国兽医科技;1980年03期.
[3]李海明.猪瘟免疫程序的研究.福建农林大学;2003年.
抗体检测 篇9
1资料与方法
1.1一般资料:选择2014年1~12月在本院的同时申请检测ANA和ANAs的门诊和住院患者6121例。其中男1020例,年龄18~75岁,女5101例,年龄14~86岁。
1.2 IIF检测ANA:采用德国欧蒙公司提供的ANA(马赛克)IIF试剂盒,商品号:FA1510-1005-1,每个反应区含2种抗原复合基质:HEP-2细胞和猴肝组织。以抗体滴度≥1∶100为阳性。
1.3 LIA检测ANAs:ANAs检测采用LIA法,检测试剂盒由深圳市亚辉龙生物科技有限公司提供,其试剂条含有17个测定项目:抗ds DNA、抗核小体抗体、抗组蛋白抗体(抗histones)、抗Sm D1、抗增殖性细胞核抗原抗体(抗PCNA)、抗核糖体P蛋白抗体(抗P0)、抗SSA/Ro52kd、抗SSA/Ro60kd、抗SSB/La、抗着丝点蛋白B抗体(Cenp B)、抗硬皮病70抗体(抗Scl-70)、抗U1-sn RNP、抗线粒体M2型抗体(抗AMA-M2)、抗J0-1、抗多发性肌炎/硬皮病抗体(抗PM-Sc1)、抗Mi-2、抗Ku。将血清1∶100稀释,严格按试剂说明书操作,肉眼判断反应结果。
1.4统计学分析:统计学分析采用SPSS19.0统计软件,率的比较采用χ2检验,以P<0.05为差别有统计学意义。
2结果
2.1对2014年6121例标本同时用IIF检测ANA和LIA检测17种自身抗体,发现有IIF检测ANA阳性1200例,占19.6%,阴性4921例,占80.4%,LIA检测ANAs阳性1659例,占21.1%,阴性4462例,占70.9%。其中IIF-ANA-/LIA-ANAs+的有1107例,不一致率为22.5%。IIF-ANA+/LIA-ANAs-的有124例,不一致率为10.3%。见表1。
2.2在1107份IIF-ANA-/LIA-ANAs+标本中,中阳性率最高的前五种自身抗体是SSA/Ro60kd、SSA/Ro52kd、抗Sm D1、抗SSB抗体、抗histones,阳性率为分别为29.62%、18.32%、10.20%、9.58%、8.61%,总占76.33%,其余的占23.67%。见表2。
3讨论
抗核抗体是以细胞成分为靶抗原的器官非特异性自身抗体的总称,以Hep-2细胞为抗原基质的间接免疫荧光法(IIF)被认为是ANA检测的“金标准”[2]。而随着靶抗原的纯化技术不断提高,不断涌现自动化程度较高、易于标准化的检测方法,其中LIA是近年来研究较多的一种检测方法。但在实际检测过程中,我们会发现IIF检测ANA与LIA检测ANAs的结果不一致,笔者通过对二者不同结果进行分析,试图阐述该类标本检测自身特异性抗体的临床意义。
在对2014年6121例标本同时用IIF检测ANA和LIA检测17种自身抗体中发现,IF-ANA-/LIA-ANAs+的有1107例,不一致率为22.5%。其中阳性率最高的前五种自身抗体是SSA/Ro60kd、SSA/Ro52kd、抗Sm D1、抗SSB抗体、抗histones,阳性率为分别为29.62%、18.32%、10.20%、9.58%、8.61%,总占76.33%,其余的占23.67%,结果与周仁芳等人的报道的以SSA为主要抗体一致[3]。分析原因可能是HEP-2细胞SSA的表达丰度低以及固定过程中抗核抗原出现弥散丢失。有文献报道,如选择转染Ro60c DNA的HEp-2000细胞基质可提高检测的灵敏度[4],另外其他抗体也有不同程度的漏检,笔者认为可能是:(1)IIF中HEp-2细胞为人源的细胞,部分表达的靶抗原含量低,且不均一,不同固定方法对特定抗原可能会丢失,故容易漏检,而LIA所包被的是来源于牛的胸腺和脾脏纯化抗原,含量高且固定,当标本抗体浓度低时,也可被检测(灵敏度高)。(2)方法学上IIF一般手工操作,且操作繁琐,滴度判断需系列稀释,荧光染色不稳定,荧光类型需肉眼判断,少见的特殊类型还需经验丰富专业技术人员鉴定等;而IIF可自动化,判读方便,重复性较好。
而IIF-ANA+/LIA-ANAs-的有124例,不一致率只为10.3%,表明以Hep-2细胞作为抗原基质的IIF法能检测出绝大多数自身抗体,是目前筛选ANA的理想实验。
综上所述,IIF-ANA与LIA-ANAs的检测有其互补性,二者不相互替代。IIF-ANA具有覆盖ANA抗体面广,同时即是筛查试验又是ANA检测金标准的特点,而LIA-ANAs有较高的检测敏感性和疾病特异性,故两种方法学间存在检测敏感性和特异性的差异。如果单用任何一种方法检测都有可能造成ANA阳性结果的漏检、漏报或AID的漏诊。因此,临床应用时,尤其对AID的早期诊断、鉴别和治疗,需联合进行IIF-ANA筛查和LIA-ANAs检测,减少漏诊或误诊。
参考文献
[1]Shoenfeld Y,Gershwin ME,Maroni PL,et a1.Auto antibodies[M].Second Edition.Netherlands,2007:29-32.
[2]Ghirardello A,Bendo R,Rampudda ME,et a1,Commercial blot assays in the diagnosis of systemic rheumatic diseases[J].Autoimmun Rev,2009,8(8):645-649.
[3]周仁芳,胡朝军,张蜀澜,等.抗核抗体筛查实验与特异性抗体确认实验相关性研究[J].中华检验医学杂志,2009,32(12):1344-1348.
邯郸地区猪瘟抗体检测及结果分析 篇10
1 材料
河北省邯郸地区10 家猪场的300 份送检血样,按4 000 r/min离心5 min,取上清液,即为血清样品,2 ~ 8 ℃ 冷藏,7 d以内检测。猪瘟ELISA抗体检测试剂盒,购自西班牙HIPRA公司。
2 方法
用ELISA法对血清样品进行检测,严格按ELISA试剂盒使用说明书进行操作。待检样品不稀释直接加样50 μL ( 设阴性对照、阳性对照各2 孔,样品1 孔) 、盖上膜,温育( 置37 ℃ 温育120 min或4 ℃ 过夜孵育16 h) ; 加入50 μL的兔抗猪抗体,混匀,37 ℃作用30 min,洗板( 用洗液洗3 次,在吸水纸上拍干) ,加酶标抗体50 μL,37 ℃温育30 min,洗板,加入50 μL底物,在20 ~ 25 ℃ 黑暗中作用30 min,加入50 μL终止液,轻敲板使混匀,用酶标仪单波长检测,在波长为405 nm下读取各孔OD值。
结果判定采用INH% 检测结果,INH% = ( 阴性对照孔OD值- 样品的OD值) /阴性对照孔OD值 ×100。INH% > 40 判为阳性; INH% ≤30 判为阴性;30 < INH% ≤40 判为可疑。
3 结果
对邯郸地区10 家猪场血清样品进行猪瘟抗体检测,结果见表1。1 号猪场和10 号猪场阳性率为100% ,抗体水平整齐; 2 号、3 号、6 号猪场阳性率大于85% ; 5 号、7 号、8 号猪场阳性率在80% 左右; 4 号猪场阳性率最低为60. 40% ,且抗体水平参差不齐。结合实际情况,认为结果可能跟饲养管理有关,1 号和10 号猪场消毒严格,猪场环境清洁卫生,注重科学的饲养管理,是根据抗体检测结果来制订免疫程序。
4 讨论
1) 猪场应定期进行CSFV抗体水平检测,根据抗体检测结果,结合猪群临床实际情况,制订科学的免疫程序。既要防止出现免疫空档期,又要防止密集免疫造成抗体干扰现象的发生。如猪场进行了猪瘟疫苗的免疫接种,在30 d后进行抗体水平检测,抗体高于保护值且属正常范围的情况,则表示接种成功且在保护期内; 若达不到保护值,则表示免疫不成功,应查找原因加以解决。如果长时间未接种过猪瘟疫苗,抗体水平低于保护值,且猪群整体健康,说明猪群未感染CSFV,可以进行强化免疫来提高抗体水平。若进行过免疫接种,应定期进行监测,防止出现空档期［4］; 若未进行过免疫接种,抗体水平高于正常值,则表示在过去的一段时间曾出现过野毒感染,应及时淘汰病原阳性猪,来达到净化CSFV的目的。
2) CSFV抗体水平高低受许多因素影响,如免疫抑制性疾病的存在。所以在检测CSFV抗体水平的同时,也要注意进行伪狂犬病、蓝耳病、圆环病毒病等免疫抑制性疾病的抗体水平检测,以免影响猪瘟抗体水平。
3) 避免母源抗体干扰,合理安排免疫时间,科学制订免疫程序,选择质量过硬厂家的疫苗。注意疫苗接种操作规范,疫苗保存要得当,保存时间在有效期内,防止发生免疫失败［4］。
4) 鉴于以上检测结果,某些猪场抗体水平阳性率低于85% ,达不到有效保护,可加强饲养管理,严格消毒,并加强猪瘟、猪乙脑、猪细小病毒、猪口蹄疫、蓝耳病、圆环病毒病等的免疫接种,同时控制细菌病的继发感染［5］。
参考文献
[1]邰振国,潘汉世,黄群英,等.猪瘟抗体的监测及防控措施[J].中国畜牧兽医文摘,2008,35(2):83-85.
[2]杜念兴.猪瘟的回顾与展望[J].中国畜禽传染病,1998,20(5):62-64.
[3]何海健,张传亮,陆国林,等.不同年龄猪群中猪瘟抗体监测及免疫效果分析[J].中国预防兽医学报,2012,34(7):573-576.
[4]韩崇江,张大丙.部分猪场猪瘟抗体有效保护水平的探讨[J].中国畜牧兽医,2009,36(10):191-192.
抗体检测 篇11
【关键词】上消化道疾病；幽门螺旋杆菌；抗体谱，检测结果分析
【中图分类号】R722.12 【文献标识码】B【文章编号】1004-4949（2015）03-0594-01
幽门螺杆菌简称：Hp，实则为人体胃黏膜部位表层中寄生的一种细菌。Hp感染是一种世界性的病症，遍布世界中的各个地方[1]。在我国，幽门螺杆菌感染率在35-55%之间，现在的研究认为，包括胃溃疡、十二指肠溃疡在内的消化道疾病主要与幽门螺杆菌的感染有关。而胃溃疡极易导致胃癌的发生，因此有理由认为幽门螺旋杆菌感染可导致较为严重的消化系统疾病。通过医学手段对人群进行幽门螺旋杆菌感染的检测和排查，可以确诊和指导疾病的治疗。本文对150名确诊感染幽门螺旋杆菌的患者进行抗体检测，现报道如下，希望可以为由幽门螺旋杆菌引发的疾病的早期诊断和疾病防治提供依据和借鉴。
1.资料与方法
1.1一般资料
选取2014年1月1日至2014年6月31日期间在我院消化内科因上消化道症状来院就诊、且通过胃镜等检查手段确诊为胃、十二指肠疾病的患者120人，其中男性70人，女性50人，以上120名患者均被确诊为幽门螺旋杆菌感染；以及在我院体检中心接受健康体检的无症状人员30名为研究對象，其中男性18人，女性12人。150名参与者均参与入抗原表型表达状况检测分析；120名确诊为幽门螺旋杆菌感染的上消化道疾病患者参与临床结果的相关性分析，120名患者中胃溃疡者15例，十二指肠溃疡者20例，胃十二指肠复合性溃疡者10例，慢性胃炎者65例，胃癌者10例。120名患者在接受检查前30天均未服用抗生素、胃粘膜保护剂、质子泵抑制剂。
1.2血清幽门螺旋杆菌抗体检测方法
1.2.1标本采集和保存
所有受试人员均于前一晚8时后禁食水，于次日清晨空腹状态，使用5ml一次性无菌注射器抽取静脉血3ml，抽取的标本保存于不含抗凝剂采血管内。
1.2.2采用试剂
幽门螺旋杆菌抗体检测试剂盒：生产厂家为德国欧蒙实验诊断试剂公司；5ml一次性使用无菌注射器生产厂家为BD公司。
1.2.3检测原理
检测原理血清中含有的幽门螺旋杆菌抗体与印迹膜上相应抗原后可通过添加显色剂使之显色，将测试结果与标准显色带对比即可读出感染类型。
1.2.4操作步骤
将保存于采血管内的血液样本于室温状态下采用离心机将血液标本离心，离心机设置为3000转/分，离心时间为5分钟。之后取上清液100μl加入到测试版试剂盒样品孔中，20min内观察结果[2]。之后，将提取的幽门螺旋杆菌全菌体抗原用聚丙烯酰胺凝胶电泳按分子量大小依次分开，再将其转移至硝酸纤维膜上，与受试者血清反应，如果被检血清中含有幽门螺旋杆菌抗体，会与印迹膜上相应幽门螺旋杆菌抗原结合[3]，之后再次加入酶联第二抗体和显色剂，则幽门螺旋杆菌抗原的位置出现了显色条带，将之与幽门螺旋杆菌抗体的标准显色区带进行对比，分析抗体谱，得出幽门螺旋杆菌感染的类型。
1.3结果判断
HpⅠ型：通过免疫印迹技术，显示为CagA和VacA抗体阳性，或VacA抗体阳性；HpⅡ型：尿素酶抗体阳性，但CagA和VacA抗体显示为阴性；如各项抗体均显示为阴性，则证明未感染Hp。
1.4统计学处理
采用SPSS17.0统计软件对数据进行处理。涉及的计量资料以 表示，涉及的计数资料以率表示。采用四格表资料的（χ2）检验。检验水平设置为0.05，P<0.05为差异有显著性。
2.结果
120例确诊为Hp感染的患者中，通过免疫印迹检测法得出116例患者Hp抗体为阳性，阳性病例符合率为96.7%；30例临床无症状者Hp抗体检测阴性人数为30人，阴性符合率为100%，详见表1。120例确诊患者中，HpⅠ型感染者86例，高于HpⅡ型感染者；胃癌患者中HpⅠ型感染人数高于Ⅱ型，两者比较P<0.05，差异具有统计学意义，详见表2。
表1 免疫印迹法检测Hp感染准确率统计表
3.讨论
目前已证实[4-5]，Hp 感染主要与慢性胃炎、胃溃 疡、胃癌及胃黏膜相关淋巴组织淋巴瘤等疾病相关[6-7]。 幽门螺杆菌（Hp）是多种胃十二指肠疾病的常见病因之一，但并非感染Hp的人都患有相关性胃十二指肠疾病，且只有极少部分人发生胃癌。因此，寻找具备致病性的Hp类型，并为临床选择性根除Hp治疗提供理论依据是近年来的研究焦点之一。目前临床采用的检测Hp感染的手段包括血清胶体金检测法、呼气试验、免疫印迹法等。前两种主要用于确定是否存在幽门螺旋杆菌感染，而不能对具体感染的分型作出判断。免疫印迹法除可以确诊Hp感染外，最主要可通过与标准的抗体显色对比，来确定感染的Hp的类型，结合临床诊断的上消化道疾病，分析各分型在上消化道溃疡、慢性胃炎、肿瘤中所占的比例，从而得出哪种Hp亚型更易致病、危害程度更高。本文通过上述方式得出结论，即HpⅠ型在上消化道疾病中更具临床意义。通过确定致病菌亚型，深入研究其致病机制及作用特点，开发出有针对性的防治药物和治疗措施，降低感染率和溃疡向癌症的转化率，最终达到治愈疾病的目的，由此可见，通过免疫印迹法对Hp感染者进行抗体谱分析具有重大的临床意义。综上所述，通过分析Hp抗体谱检测结果可以掌握具有较强致病性的Hp分型，为临床研究和疾病治愈提供帮助。
参考文献
[1] 金勇，幽门螺杆菌检测在健康体检中的应用情况分析[J].中国卫生产业，2014，03（a）：147-148.
[2] 李世霞，292例体检者幽门螺杆菌检测结果分析[J].2011，38（11）：654-663.
[3] 何有云，路国强，黄兆惠，秦颖，姚瑶，罗慢，免疫印迹法检测幽门螺杆菌及其分型的临床应用[J].内蒙古中医药，2012，9：76-77.
[4] 张万岱，胡伏莲，萧树东，等，中国自然人群幽门螺杆菌感染的 流行病学调查[J].现代消化及介入诊疗，2010，15（5）：265-270.
[5] 孙晓洁，钟迎春，金燕，华要武，黄益丽，付静波，医院工作人员幽门螺杆菌感染的血清流行病学调查[J].蚌埠医学院学报，2013，38（11）： 1483-1484.
[6] 王文军，张璟，宋爱芹，等，2010年济宁市某矿区煤矿开采区居民幽门螺杆菌感染的血清学调查[J]. 预防医学论坛，2011，17（12）：1073-1075.
抗体检测 篇12
1 材料与方法
1.1 血清样本血清样本来源于四川省阿坝、广元、巴中、达州、广安的规模场及散养户, 共计92份。
1.2 检测试剂西班牙Ingenasa (英吉纳) 非洲猪瘟阻断ELISA抗体检测试剂盒, 批号:160316。
1.3 检测方法
1.3.1 使用前将所有试剂恢复至室温。
1.3.2 在ELISA反应板上每孔加50μL稀释液。两孔加5 0 μL阳性对照血清 (E12和F12孔) , 两孔加5 0 μL阴性对照血清 (G12和H12孔) , 其余每孔加入5 0 μL血清样品, 每份样品重复2孔 (如A1、B1为同一份样品, C1、D1为同一份样品, 以此类推) 。共两个反应板, 37℃孵育1 h。
1.3.3 将孔中溶液倒入含Na OH溶液的容器中, 用洗板机洗涤4次。
1.3.4 每孔加100μL酶结合物, 37℃孵育30 min。
1.3.5 按洗涤步骤洗板5次。
1.3.6 每孔加100μL底物, 室温避光放置15 min。
1.3.7 每孔加100μL终止液, 5 min内用酶标仪在450 nm处读取OD值。
2 结果
2.1 OD值样品检测的OD值见表1、表2。
2.2 结果有效性若阴性对照OD值/阳性对照OD值≥4, 则两个反应板的试验检测结果均有效。
2.3 Cut Off值计算阳性Cut Off值=NC-[ (NC-PC) ×0.5];阴性Cut Off值=NC-[ (NC-PC) ×0.4]。
2.4 结果判定
样品OD值<阳性Cut Off值, 则ASFV抗体阳性;样品OD值>阴性Cut Off值, 则ASFV抗体阴性;样品OD值介于2个Cut Off值之间, 则需重新检测样品或用另外的方法检测。经计算, 本试验所测样品的OD值>阴性Cut Off值, 证明ASFV抗体呈阴性 (样品OD值取其平均值) 。
3 讨论
非洲猪瘟的检测主要包括抗原检测和抗体检测, 检测抗体对于诊断亚急性、慢性、隐性感染具有重要意义。用阻断ELISA法检测ASF抗体是一种无感染性的实验室检测方法, 对于未发生ASF的国家来说具有现实意义。由于我国目前尚无ASF发生的报道, 所以我们采用阻断ELISA法对样本进行检测, 试验所用Ingenasa试剂盒为OIE指定参考的ASF诊断试剂盒。本试验对来源于四川省北部、东北部边境地区的部分规模场及散养户的猪血清样品进行检测, 结果ASFV抗体均为阴性, 表明未发生ASFV感染。
非洲猪瘟是一把令世界各国养猪业闻之色变的“杀猪刀”, 目前无有效疫苗防制, 所幸我国境内尚无该病发生。然而中国作为养猪业大国, 又与俄罗斯接壤, 所以我们应保持最高程度的警戒, 平时应加强对ASF的监测, 建立快速、准确的检测和诊断系统, 以确保清洁无疫, 同时提高兽医人员对ASF的应对能力和实验室检测水平。
参考文献
[1]殷震, 刘景华.动物病毒学[M].2版.北京:科学出版社, 1997:1 197-1 205.