抗肿瘤过继性免疫治疗（精选4篇）
抗肿瘤过继性免疫治疗 篇1
CIK细胞是一种群异质细胞, 具有较高的杀瘤活性且增值速度非常快, 几乎不会影响人体的正常造血, 正因为凭借着这些特征, 在临床治疗血液系统疾病时, CIK细胞显著优于其他过继性免疫治疗方式, 并且在临床治疗部分感染性疾病的过程中表现出了强大的优势[1]。为观察并分析CIK细胞中CD4+T细胞的Th1/Th2亚群分布情况, 该研究选取2013年7月—2014年7月在该院进行治疗的20例恶性实体瘤患者为研究对象进行分析, 现报道如下。
1 资料与方法
1.1 一般资料
随机选取2013年7月—2014年7月在该院进行治疗的20例恶性实体瘤患者为研究对象, 其中男性患者12例, 女性患者8例, 年龄分布为40~75岁, 平均年龄为 (57.5±0.5) 岁。所有患者的肿瘤类型为:甲状腺癌患者2例、直肠癌患者3例、乳腺癌患者4例、肾癌患者5例、肺癌患者6例。术后9例, 晚期转移11例。
1.2 方法
采用CS3000plus血细胞分离机富集所有患者的自体外周血于单个核细胞之后, 用Ficoll淋巴细胞分离液把PBMC分离出来, 应用浓度为5%的AB血清的1 640培养液调整细胞的浓度为1~3×106/m L。培养的第一天, 加入1 000 u/m L的人重组IFN-γ、100 u/m L的人重组IL-1α以及100 ng/m L的抗人CD3单抗;在培养的第一天, 加入300 u/m L的人重组IL-2, 连续培养11 d左右之后进行细胞的收集。
1.3 统计方法
采用SPSS 19.0统计学软件对该研究数据进行分析处理, 计量数据用 (±s) 进行表示, 组间比较采用t值进行检验, P<0.05表示差异有统计学意义[2]。
2 结果
2.1 CIK细胞中CD4+T细胞的纯化以及Th1/Th2亚群的分布
经过纯化, 富集CD4+T细胞的亚群纯度达到96%, 存活率为95%。对比CIK和PBMC的CD4+T细胞中的Th1/Th2亚群分布情况:Th0和Th1亚群的比例显著升高, 数据差异有统计学意义 (P<0.05) , 但Th2亚群无显著变化 (P<0.05) , 见表1。
2.2 CIK和PBMC细胞中CD4+T细胞培养上清中多种细胞因子的含量变化
在CD4+TCIK细胞中, TGF-β和IL-10等Th2类细胞因子的分泌量明显降低 (P<0.05) , 而IFN-γ和IL-2等Th1类细胞因子的分泌量明显增高 (P<0.05) , 见表2。
3 讨论
Schmidt-Wolf GD等研究人员发现, 细胞亚群同样存在于小鼠体内, 其功能各不相同, 还能够各自分泌出不同的细胞因子, 该细胞亚群被称之为辅助性T细胞 (Th) [3]。之后, Fiorentino DF等研究人员进一步证实在人体内同样存在和小鼠体内相似的Th细胞亚群[4]。也是因为该细胞亚群具有不同的功能, 因而使得它们在部分疾病的病情发展变化当中具有不同的表现, 该研究人员构思期望利用对细胞分化调控来打破细胞亚群的平衡状态, 通过这种方式实现预防某些疾病和治疗某些疾病的目的[5,6]。
该研究结果显示, 20例恶性实体瘤患者经过11 d左右的多因子体外诱导之后, 在CIK细胞中, Th2亚群中的TGF-β和IL-10含量分别为 (302.0±61.9) 和 (530.4±407.0) , 较PBMC显著降低, 而Th0和Th1亚群的比例较PBMC显著升高 (P<0.05) , 特别是CD3+CD56+细胞、CD4+T细胞和CD8+T细胞的比例, 对比培养前, 数量显著升高。由此表明, 在CIK细胞中, CD4+T细胞具有明显的Th1优势。相关研究证明, 张瑞萍等[7]研究人员证明, 在CIK细胞中, 杀伤性CD8+T细胞和双阳性CD3+CD56+细胞属于主要的效应细胞, 能够构成CIK细胞的强大杀瘤活性。但从目前的实际来看, 在整个CIK细胞中, 通过培养之后迅速升高的CD4+T细胞的作用机制还没有得到充分明确, 因而需要研究人员对CD4+T细胞进行进一步地研究[8]。
综上所述, 在CIK细胞中, CD4+T细胞具有显著的Th1优势, 与更大的数量相结合, 从而显著提高实体瘤患者体内各种免疫效应细胞的功能, 有助于促进抗肿瘤免疫反应的发展。
参考文献
[1]曾瑞红, 房桂珍.CD4+T细胞在肿瘤免疫治疗中的作用[J].细胞生物学杂志, 2011, 33 (1) :89-90.
[2]于津浦, 任秀宝.不同输注途径对CIK细胞治疗后的体内分布的影响[J].中国免疫学杂志, 2012, 56 (3) :77-79.
[3]Schmidt-Wolf GD, Negrin RS, Schmidt-Wolf IGH.Activated Tcells and cytokine-induced CD3+、CD56+killer cells[J].Ann Hematol, 2011, 74 (2) :51-56.
[4]Fiorentino DF, Bond MW, Mosmann TR, et al.Two types ofmouse T helper cell[J].J Exp Med, 2012, 170 (6) :2081-2095.
[5]张维红.CD40/CD40L交联在CD4+T细胞诱导肿瘤细胞凋亡中的机制研究[J].中国免疫学杂志, 2013, 41 (10) :66-68.
[6]罗荣城.CIK细胞过继性免疫治疗对TACE术后肝癌患者免疫功能的影响[J].广东医学, 2012, 55 (9) :91-93.
[7]张瑞萍, 金增强.表达嵌合T细胞受体的T淋巴细胞介导的肿瘤过继性免疫治疗作用研究[J].肿瘤, 2011, 41 (10) :55-57.
[8]任秀宝.树突状细胞对CIK细胞中CD4+CD25+T细胞数量及免疫调节作用的影响[J].中华医学杂志, 2012, 66 (44) :83-85.
抗肿瘤过继性免疫治疗 篇2
关键词：CIK,过继免疫治疗,恶性肿瘤
自体细胞因子诱导的杀伤细胞 (CIK) 是继手术、化疗、放射之后第四种抗肿瘤过继细胞免疫治疗的有效方法。它是将体外激活的自体免疫效应细胞输注给患者, 以杀伤患者体内的肿瘤细胞。尤其对细胞免疫功能低下的患者, 如大剂量化疗、放疗后、骨髓移植后、病毒感染损伤免疫细胞数量及功能的患者更为合适。本文就CIK治疗前后淋巴细胞转化实验及用于治疗中、晚期肿瘤的效果进行了初步探讨。
1 资料与方法
1.1 一般资料 中晚期肿瘤患者41例, 男25例, 女16例, 年龄28岁～71岁。其中直肠癌7例, 胃癌8例, 肺癌4例, 肾癌3例, 宫颈癌3例, 恶性淋巴瘤2例、乳腺癌5例、白血病3例、肝癌2例、食管癌4例均为中晚期患者。接受本治疗前15 d 终止任何放疗或化疗, 并测定外周血淋巴细胞转化实验、化验血常规等。
1.2 治疗方案 参照卫生部“人体细胞治疗临床研究质控要点”和中国免疫学会制定的“过继性免疫治疗癌症规范”[1], 每患者治疗2个疗程, 每疗程回输CIK细胞5次 (1 d/次) , 每次回输细胞数不低于109, 每疗程回输细胞总数>5×109。
1.3 CIK细胞制备方法 取患者自体外周血50 ml, 分离单个核细胞, 置含γ-干扰素、IL-2、抗CD3单抗的完全1640培养液中, 调整细胞浓度为2×106/ml培养;24～48 h后, 用含IL-2和抗CD3单抗的1640培养液按1:1或1:2扩增, 每2～3天观察并扩增1次。第10～13天细菌霉菌培养阴性收获细胞, 洗涤后制备成细胞悬液用于治疗。
1.4 治疗方法 采用CIK静脉回输。细胞回输前先静脉滴注生理盐水, 然后连接细胞悬液滴瓶回输细胞, 每次回输细胞中加IL-2 20万U。细胞采用输血器回输, 1 h内输完。
1.5 疗效评定标准 参照WHO实体瘤疗效评定标准:完全缓解 (CR) :所有可见病变完全消失并至少维持4周以上;部分缓解 (PR) :肿瘤最大横与垂直径乘积减少50%以上, 并持续4周以上;好转 (MR) :肿瘤病灶二径乘积缩小25%以上, 但<50%, 无新病灶出现;稳定 (SD) :肿瘤病灶二径乘积缩小<25%或增大<25%, 无新病灶出现;进展 (PD) :肿瘤病灶二径乘积增大25%以上或有新病灶出现。疾病控制率=[ (CR+PR+MR+SD) /治疗总人数]×100%。
1.6 统计学方法 所有数据均以
2 结果
2.1 CIK治疗结果见表1。
细胞回输过程中, 所有患者没有出现任何不良反应, 2例患者在回输后当晚, 出现中度发热, 体温38.5℃左右, 不经处理, 约2 h自动缓解。20例患者接受治疗后, 生活质量明显提高, 如睡眠明显改善, 食欲增强, 乏力减轻, 体重增加, 患者自我感觉良好, 要求继续采用免疫治疗。
2.2 患者治疗前后淋巴细胞转化率测定结果
41例患者CIK细胞治疗前后淋巴细胞转化率为 (42.16±6.30) %, 治疗后淋巴细胞转化率为 (61.45±5.32) %, 二者相比具有差异统计学意义 (P<0.05) 。
3 讨论
CIK是继LAK、TIL及CD3AK细胞之后, 具有细胞增殖倍数大, 肿瘤杀伤能力强的新一代过继免疫抗肿瘤细胞。经体外诱导培养后淋巴细胞转化率明显提高, 这就是CIK杀伤癌细胞的机制所在。由表1可看出CIK对各种肿瘤均有不同程度的疗效, 尤其对肾癌、恶性淋巴瘤、白血病疗效更明显, 此点与报道相一致[2]。用患者自体的CIK经体外扩增回输, 安全性得到极大提高, 避免由于交叉感染引发其他疾病。因此, 过继性细胞免疫治疗可取得常规方法无法达到的疗效, 加之副作用小, 越来越引起关注, 为近年来肿瘤生物治疗中十分活跃的研究领域。化疗、手术和放疗不是无止境的, 而且往往会带来严重的毒副作用, 它只能减少体内的肿瘤细胞数量, 很难把癌细胞清除, 联合生物治疗, 根治肿瘤已不是幻想。尤其为晚期不宜手术或无法承受放、化疗所带来副作用的患者开辟了一个新的治疗途径。
参考文献
[1]中国免疫学会通讯, 1995, 2:7.
抗肿瘤过继性免疫治疗 篇3
1 细胞因子诱导的杀伤细胞 (CIKs)
细胞因子诱导的杀伤细胞 (CIKs) 最早由美国斯坦福大学Schmidt-Wolf IG等报道, 在体外经IFN-γ、CD3单克隆抗体、IL-1和IL-2等细胞因子刺激作用下, 外周血单个核细胞经2~4周, 可定向诱导并大量增殖为免疫效应细胞, 该种细胞同时表达CD3和CD56两种膜蛋白分子, 具有非MHC限制性、高增值活性、非特异性杀伤作用等特点[5]。CIKs最先应用于肿瘤的生物治疗, 随着对其免疫学特性的深入研究, 目前已开始应用于慢性乙型病毒性肝炎的治疗。
免疫应答对病毒的清除有着重要作用, 研究表明慢性乙型病毒性肝炎患者体内存在Th1/Th2类细胞免疫应答失衡, 其中Th2类应答占优势, 而Th1类细胞因子产生出现缺陷, 使CD8 T淋巴细胞免疫应答功能低下, 并伴随IFN-γ产生障碍, 最终致乙肝病毒不易被清除[6]。基于对慢性乙肝免疫发病机制的认识, 通过提高机体免疫应答能力, 有助于HBV的清除。CIK细胞除直接杀伤肿瘤细胞和病毒感染的细胞, 还通过分泌细胞因子如IFN-γ、TNF-α、IL-2和其他细胞因子, 激活机体的免疫系统, 识别和杀灭多种肿瘤细胞和病毒感染细胞。国内汤紫荣等的研究证实自体CIK治疗可以使慢性乙型病毒性肝炎患者血清中HBV DNA、ALT明显降低, 进一步发现CIK细胞治疗后病毒学应答者外周血中的CD3+CD56+细胞频率明显高于治疗前, 其频率的增加可能是病毒学应答者机体抗HBV病毒能力增强的原因之一[7]。自体CIK细胞的回输对HBV有明显的抑制作用[8]。
高燕等[9]应用CIK细胞治疗16例慢性乙型病毒性肝炎患者, 追踪52周, 完整随访14例, HBV DNA阴转率、乙型肝炎e抗原阴转并伴有抗-HBe阳性的血清转换率、丙氨酸氨基转移酶的复常率均为42.86% (6/14) , 肝组织病理证实CIK细胞治疗不引起肝组织损害, 且未发生严重的不良反应。
但是有些慢性乙型病毒性肝炎患者对CIK细胞治疗却反应不佳, 其治疗方案亦无定论, 以及怎样与抗病毒药物治疗联合应用, 仍需进一步基础与临床相结合的研究以深入探讨。
2 HBV抗原激活的树突状细胞 (DC) 疫苗
DC起源于体内的多能造血干细胞, 是体内最强的抗原提呈细胞, 是特异性免疫和非特异性免疫之间的桥梁, 能够刺激初始T淋巴细胞增殖, 在激活T细胞介导的免疫中具有重要作用。在慢性乙型病毒性肝炎患者中DC数量较正常人数量和功能降低, 其提呈HBV特异性的CD8 T淋巴细胞反应能力降低[10], 机体不能发挥免疫清除效应, 这是造成HBV持续感染的原因之一。DC疫苗用于治疗慢性乙型病毒性肝炎, 即通过体外用HBV特异性抗原冲击致敏DC, 再回输体内, 利用DC突出的抗原提呈能力把HBV抗原呈递给T细胞, 而诱导出抗原特异性的CTL, 杀伤病毒感染的靶细胞, 克服机体对HBV的免疫耐受, 恢复细胞免疫应答, 有效清除HBV[11]。
Akbar等[12]采用含HBs Ag的DC疫苗注射HBV转基因小鼠, 可诱发特异性CTL反应, 清除HBV。国外初步研究表明m DCs疫苗能够发挥抗病毒和免疫调节双重作用[13]。国内多项研究显示DC疫苗可降低慢性乙型病毒性肝炎患者血清HBV-DNA含量, 且与感染病毒时间、年龄等因素相关[14]。如何个体化的应用DC疫苗, 仍需大样本量、多中心的研究。
3 DC-CIK治疗
DC和细胞因子诱导的杀伤细胞 (CIK) 的研究进展为慢性乙型病毒性肝炎的治疗开辟了新的道路, 有望在清除HBV的治疗中发挥更重要的作用。DC-CIK的联合治疗即利用树突状细胞和细胞因子诱导的杀伤细胞协同作用, 在慢性乙型病毒性肝炎患者外周血中分离培养出DC, 经HBs Ag活化DC, 与CIK共同培养, 通过抗原呈递作用活化CIK, 扩增后回输给患者, 最后通过CIK细胞发挥特异性抗HBV作用。不但可以启动慢性乙型病毒性肝炎患者抗病毒免疫应答反应, 而且还可以增强患者CTL杀伤病毒感染细胞的能力及分泌抑制病毒复制的细胞因子的能力。研究显示经DC-CIK治疗结束24周后患者病毒学应答总有效率可达63.6% (21、33) [15], 但其持续应答率尚需进一步观察。另有研究显示自体DC、CIK联合干扰素疗效更佳, 可有效地清除乙肝病毒, 改善慢性乙型病毒性肝炎患者的肝功能及细胞免疫[16]。
有限的联合应用研究报道虽然可增加慢性乙型病毒性肝炎患者的临床疗效, 但是应注意联合应用后的副作用问题。
4 其他细胞免疫治疗方法
除细胞因子诱导的杀伤细胞 (CIKs) 、HBV抗原激活的树突状细胞 (DC) 疫苗及DC-CIK治疗外, 目前正在研究的慢性乙型病毒性肝炎免疫治疗手段还有特异性CTL、HBV多肽疫苗、免疫复合物疫苗等, 但大多数还处于临床前期研究[3]。
链式激活的免疫细胞 (CAPRI cells) 是一项新型自体T细胞, 是利用抗原呈递细胞结合抗CD3单克隆抗体及特定细胞因子的两步法链式反应激活的细胞, 该方法结合了CIK的非特异性刺激和DC的特异性刺激, 产生大量特异性的细胞毒性T淋巴细胞 (CTL) , 已应用于多种肿瘤的治疗[17]。本方法可不需特别的抗原, 只要患者体内还存在乙肝病毒, 就能被培养的CAPRI细胞识别和杀伤, 理论上可以应用于慢性乙型病毒性肝炎的治疗。已有研究者探索将CAPRI细胞治疗应用于慢性乙型病毒性肝炎的治疗。笔者报道了6例慢性乙型病毒性肝炎患者接受CAPRI细胞治疗的研究, 初步发现CAPRI细胞可降低乙肝病毒DNA水平, 改善肝功能, 而CD8+T淋巴细胞在CAPRI细胞治疗慢性乙型病毒性肝炎中发挥主要作用[18]。
5 结论
抗肿瘤过继性免疫治疗 篇4
1资料与方法
1.1一般资料
选择2011年5月 -2013年5月在本院接受治疗的原发性肝癌患者100例作为研究对象,按照随机数表法将所有入组患者分为观察组及对照组,每组各50例。观察组患者接受过继免疫细胞治疗,其中男27例,女23例,年龄54~77岁,平均(63.79± 6.21)岁;对照组患者接受临床原发性肝癌常规介入治疗,其中男26例,女24例,年龄56~78岁,平均 (62.19±6.55)岁。两组患者的年龄、性别等一般资料比较差异无统计学意义(P >0.05)。本研究经患者及家属知情同意,并经医院伦理委员会批准实施。
1.2治疗方法
对照组患者接受介入治疗,具体如下:常规消毒铺巾后做腹腔动脉造影,作肿瘤供血动脉选择性插管,灌注抗癌药物(阿霉素30 mg,顺铂60 mg,5- 氟尿嘧啶0.75 g,四氢叶酸0.3 g),用明胶海绵栓塞。4周后复查,必要时再次进行介入治疗。观察组患者在介入治疗基础上联合过继免疫细胞治疗,具体如下:治疗组介入手术前1~3 d行外周血采集:1CIK细胞培养:将分离的患者外周全血经Ficoll淋巴分离液梯度离心得到单个核细胞,分离后淋巴细胞加入IFN-γ 2 000 U/ml,24 h后加入IL-2 1 000 U/ml, CD3McAb 100 ng/ml,IL-1 10 U/ml,每3天换液1次,同时补加IL-2 500 U/ml。于细胞培养第9天检测CIK表面标记CD3、CD56、CD4、CD8,得到的细胞经台盼蓝染色检测细胞活力在90%以上,不含细菌和内毒素,方可治疗。2CIK细胞回输:介入治疗后2周将制备的CIK细胞悬液静脉输注,CIK细胞数2~8×108/ 次,1次 / 天,7 d为一个疗程。
1.3观察指标
1.3.1血清HIF-1α、VEGF、TNF-α 含量两组患者接受不同治疗后1月,均采集外周静脉血5 ml, 离心后取上清采用酶联免疫吸附法(enzyme linked immunosorbent assay,ELISA) 测定血清缺氧诱导因子(hypoxia inducible factor-1α,HIF-1α)、血管内皮生长 因子 (vascular endothelial growth factor, VEGF)、 肿瘤坏死 因子 (tumor necrosis factor, TNF-α)含量。
1.3.2血清GPC3、AFP、IGF-Ⅰ、s Fas水平两组患者接受不同治疗后1月,均采集外周静脉血5 ml,采用ELISA法测定血清磷脂酰肌醇蛋白聚糖(Glypican 3,GPC3)、甲胎蛋白(α-fetoprotein,AFP)、胰岛素样生长因子Ⅰ (insulin-like growth factor-Ⅰ, IGF-Ⅰ)、可溶性Fas(soluble Fas,s Fas)。
1.3.3 T细胞亚群水平两组患者接受不同治疗后1月,均采集外周静脉血5 ml,采用流式细胞仪测定两组患者的T细胞亚群水平,具体包括CD3+、CD4+、 CD8+、CD4+/CD8+。
1.4统计学方法
本研究所有数据均采用SPSS 18.0软件进行统计学分析,计量资料采用均数±标准差(±s),两两比较采用t检验,P <0.05为差异具有统计学意义。
2结果
2.1血清HIF-1α、VEGF、TNF-α含量
观察组患者接受过继免疫细胞治疗后的血清HIF-1α、VEGF、TNF-α 含量均明显低于对照组患者(P <0.05),见表1。
(± s)
2.2血清GPC3、AFP、IGF-Ⅰ、sFas水平
观察组患者接受过继免疫细胞治疗后的血清GPC3、AFP、IGF-Ⅰ、s Fas水平均明显低于对照组患者(P <0.05),见表2。
2.3T细胞亚群
观察组患者接受过继免疫细胞治疗后的CD3+、CD4+、CD4+/CD8+水平均明显高于对照组患者 (P < 0.05),见表3。
(± s)
( ± s)
3讨论
我国为全球原发性肝癌第一大国,目前肝癌发病率逐年上升,严重威胁人民的生命健康。传统的治疗方法通常专注于肿瘤本身,包括手术和化疗等, 常忽略了患者全身免疫状态对于肿瘤发生发展过程中的重要影响以及治疗后短期内肿瘤增殖转移、癌症复发[3]。过继免疫治疗是指通过向肿瘤患者输注具有抗肿瘤活性的免疫细胞,直接杀灭或者激发机体免疫反应来杀伤肿瘤细胞。肿瘤的细胞免疫治疗是通过回复机体自身的免疫监测及杀灭肿瘤的功能,有效杀灭患者化疗后体内残存的肿瘤细胞,提升抗癌治疗效果,且对于预防治疗后肿瘤转移复发也具有积极意义[4]。
血管内皮生长因子(VEGF)是目前已知的对血管新生促进作用最强的因子,在恶性肿瘤细胞的增生、转移过程中扮演重要角色[5]。缺氧诱导因子 (HIF-1α) 是调节细胞内氧代谢的关键因子之一, 可以诱导血管生长因子表达并刺激新生血管生成, 是恶性肿瘤细胞增生的关键环节,其中以对VEGF的调节最 为明显 。 有研究显 示在恶性 肿瘤中HIF-1α 表达水平高,可能是由于组织浓度降低所致。血清HIF-1α、VEGF水平变化主要与癌细胞缺氧坏死相关,其促进HIF-1α 释放、诱导VEGF表达,最终导致肿瘤组织生长、浸润转移。故HIF-1α、 VEGF可以作为肿瘤治疗效果的一个判断指标。肿瘤坏死因子 α (TNF-α) 主要由单核巨噬细胞分泌,具有直接抗肿瘤作用,可以进行自身合成并聚集于病变区域。已经证实在肝癌患者中TNF-α 水平明显高于肝硬化患者,并随肝癌的有效治疗其血清水平逐渐下降,故可成为判断肝癌治疗效果的重要指标之一[6]。本研究发现观察组患者治疗后的血清HIF-1α、VEGF、TNF-α 含量均明显低于对照组患者(P <0.05),提示过继免疫细胞治疗可以有效降低肿瘤血管新生能力,保证临床治疗效果。
磷脂酰肌醇蛋白聚糖3(GPC3)属于硫酸乙酰肝素糖蛋白家族,分布在细胞膜表面并参与细胞增殖分化、黏附转移。在成人仅于胎盘组织有GPC3高表达,在肺、肾脏、卵巢等组织中受低水平表达,而在正常肝组织中未见GPC3表达[7]。研究显示GPC3可以通过Wnt信号途径,使得Wnt蛋白增加并与细胞表面受体结合,引起靶基因表达,导致肝细胞增生失控并致癌。甲胎蛋白(AFP)是国内外临床诊断原发性肝癌的一个重要肿瘤指标,与肿瘤恶性程度及病情严重程度存在正相关关系,可以作为病情变化的判断指标。胰岛素样生长因子 -Ⅰ(IGF-Ⅰ)在肝细胞癌变过程中发挥重要作用,可以刺激RNA、DNA合成和细胞增殖[8]。已经有研究证实IGF-Ⅰ在肝癌组织中及外周血中存在异常过度表达,提示肝癌细胞可以自分泌大量IGF-Ⅰ,造成胞浆内循环短路, 加速肝癌细胞自主生长并维持其恶性表型。 本研究发现观察组患者接受治疗后的血清GPC3、AFP、 IGF-Ⅰ、s Fas水平均明显低于对照组患者(P <0.05), 提示过继免疫细胞治疗可以有效抑制肿瘤细胞增殖相关因子的表达,为避免肝癌患者治疗后复发转移奠定基础。
在肿瘤形成及发展过程中,产生可溶性免疫抑制因子,可以阻止CD4+形成及成熟,直接导致CD4+/CD8+比值降低,机体细胞免疫功能降低、对肿瘤细胞的杀伤作用减弱,抗癌治疗后肿瘤复发概率极高[9]。过继免疫细胞治疗可以诱导抗肿瘤效应细胞特异性激活,将其转入宿主体内建立长期的特异性抗肿瘤免疫效应,最终提升患者的全身细胞免疫功能、增强抗肿瘤效果。本研究发现观察组患者接受治疗后的CD3+、CD4+、CD4+/CD8+水平均明显高于对照组患者(P <0.05),提示过继免疫细胞治疗可以显著提升肝癌患者的全身免疫状态、促进抗癌治疗效果。