差异性发育

差异性发育（精选4篇）

差异性发育 篇1

摘要：为了对3个不同遗传背景猪种的哺乳期与成熟期的血液指标进行检测和比较,分析它们的变化规律与品种差异,试验选择相同环境下的哺乳期(1月龄)与成熟期(7月龄)健康猪104头(分别为41头中国实验小型猪、38头军牧1号白猪、25头杜洛克猪),从前腔静脉或耳静脉采血检测28项指标,所测数据用SAS9.2统计软件中的一般线性模型进行方差分析。结果表明:大部分血液生理生化指标会受到发育阶段、品种以及二者互作因素的影响,发育阶段对血液生理生化指标影响最大,品种与阶段互作、品种以及性别的影响依次减弱;红细胞(RBC)数量、血红蛋白(Hb)含量、血细胞比容(HCT)在猪种间的差异可能与猪的行为学特点相关;肌酐(CREA)、三酰甘油(TG)和血清总胆固醇(CHOL)与猪瘦肉含量以及脂肪率有关。

关键词：猪,血液生理生化指标,发育阶段,品种差异

血液生理生化指标是对机体代谢变化和组织正常生理功能较为敏感的指标。它既能反映动物的健康程度,又能反映不同物种或品种间的种质特性,可评价动物的生长、生产性能,对动物正常生理状态和饲养管理具有指导意义。试验通过对3个不同猪种的哺乳期与成熟期的血液生理生化指标进行检测比较,分析它们的变化规律与品种差异,以期为合理开发中外猪种资源及品种改良提供血液性状的依据。

1 材料与方法

1.1 试验动物

在吉林大学原种猪场选取104头相同饲养条件下的健康哺乳期(1月龄)仔猪和成熟期(7月龄)猪,年龄、品种及性别组成见表1。

1.2 血液指标的测定

1月龄仔猪从前腔静脉采血,7月龄猪从耳静脉采血,每头采血10 mL:其中5 mL加EDTA抗凝,用于血液生理指标的测定,其余5 mL不作抗凝处理,用于血液生化指标的测定。

16项血液生理指标用日本光电MEK-6318系列仪器测定,分别是白细胞(WBC)、红细胞(RBC)、血红蛋白(Hb)、血细胞比容(HCT)、红细胞平均体积(MCV)、平均血红蛋白量(MCH)、平均血红蛋白浓度(MCHC)、血小板(PLT)、淋巴细胞比率(LYM%)、中性粒细胞比率(GR%)、淋巴细胞(LYMPH)、中性粒细胞(GR)、红细胞体积分布宽度(RDW)、血小板压积(PCT)、平均血小板体积(MPV)、血小板平均分布宽度(PDW)。12项血液生化指标用迪瑞CS-400全自动生化分析仪测定,分别是尿素(BUN)、肌酐(CREA)、血糖(GLU)、三酰甘油(TG)、血清总胆固醇(CHOL)、总胆红素(TBILI)、总蛋白(TP)、白蛋白(ALB)、球蛋白(GLB)、谷丙转氨酶(ALT)、谷草转氨酶(AST)、碱性磷酸酶(ALP)。

1.3 数据统计分析

所测数据先由Excel进行初步处理,由于试验动物在品种和性别两大类中不完全平衡,而且所测指标的数据存在部分缺失的情况,采用SAS 9.2统计软件中的广义线性模型GLM进行回归分析,计算各指标的最小二乘均值、标准误并进行差异显著性检验。

为便于在同一个图表中观察比较多个指标在不同发育阶段或品种的变化,在不同阶段间或不同品种间进行对比时,首先将每个指标的较小值设为1个单位,较大值就转化为以较小值为单位的比值,称之为该指标在不同阶段或品种间的差异比值,这样既消除了不同单位,又便于观察不同指标的变化趋势。

2 结果与分析

2.1 哺乳期与成熟期之间的指标对比(见表2)

2.1.1 生理指标

有12项生理指标在哺乳期(1月龄)和成熟期(7月龄)之间存在差异,4项指标无差异。在有差异的12项生理指标中,1项指标差异显著(P<0.05),11项生理指标差异极显著(P<0.01)。

2.1.2 生化指标

全部12项生化指标在哺乳期(1月龄)和成熟期(7月龄)存在差异,其中11项差异极显著(P<0.01),1项差异显著(P<0.05)。

存在阶段差异的生理生化指标共有24项,占总指标的85.71% 。其中有8项生理指标和7项生化指标随生长期呈明显上升趋势, 有4项生理指标和5项生化指标随生长期呈下降趋势,见图1。

注:*表示P<0.05,**表示P<0.01,***表示P<0.001。未标注表示差异不显著。

2.2 不同品种之间的指标对比

2.2.1 生理指标

在3个猪种间,有7项生理指标存在显著的品种差异,差异指标数占总指标数的43.75%,在杜军之间、杜小之间及军小之间的差异指标分别有4个、5个和7个,分别占总指标数的25.00%、31.25%和43.75%,见表3与图2。

2.2.2 生化指标

在3个猪种间,有7项生化指标存在显著的品种差异,占总指标数的58.33%,在杜军之间、杜小之间以及军小之间有差异的指标各有4个,见表3与图2。

注:表中数值为最小二乘均值±标准误。同行数据肩标含相同字母表示差异不显著,字母完全不同表示差异显著。*表示P<0.05,**表示P<0.01,***表示P<0.001,未标注表示差异不显著。

2.3 不同性别之间的指标对比

总体来看,各项指标受性别影响较小,仅有3项生理指标(LYM%、GR、GR%)和1项生化指标(AST)在不同性别间存在显著性差异,见表4。

2.4 受发育阶段与品种互作影响的指标

有11项生理指标和6项生化指标受发育阶段与品种互作影响,生理指标LYMPH、LYM%、GR、GR%、RBC、MCV、MCH、MCHC、MPV、PDW、PLT,生化指标BUN、CREA、CHOL、TP、ALB、GLB,见表4。

2.5 不受发育阶段、品种和性别等因素影响的指标

从上述结果可以看出,不受发育阶段、品种和性别及其互作效应因素影响的指标为WBC和RDW。

3 结论与讨论

血液是运输机体营养物质和代谢废弃物的载体,也是机体实现体液调节的根本途径,血液生理生化指标是反映机体全身或局部代谢变化和组织正常生理功能较为敏感的指标[1]。另外,血液中的酶类是机体细胞内外物质代谢的重要催化剂,因此血液生化指标还可作为种猪选育、肉质性状评价的遗传标记,常作为辅助手段在猪种保种选育和杂交利用上得到应用,以提高和验证猪种选育效果。

本试验结果显示,有24个生理生化指标在猪哺乳期和成熟期2个阶段存在显著性差异,占总指标数的85.71%;有17个指标在品种和发育阶段互作存在显著性差异,占总指标数的60.71%;有14个指标在品种间存在显著性差异,占总指标数的50.00%;有4个指标在性别间存在显著性差异,占总指标数的14.29%;有2个指标不受任何因素影响,保持稳定值,占总指标数的7.14%。由此可以推断,大部分血液生理生化指标会受到发育阶段、品种以及二者互作因素的影响,发育阶段对血液生理生化指标影响最大,互作因素影响次之,品种影响再次之,性别影响最小。

在猪哺乳期(1月龄)和成熟期(7月龄)2个阶段存在显著性差异的24个生理生化指标中,有8项生理指标和7项生化指标随生长期呈明显上升趋势,有4项生理指标和5项生化指标随生长期呈现下降的趋势。

注:表中数值为最小二乘均值±标准误。同行数据肩标含有相同字母表示差异不显著,字母完全不同表示差异显著。*表示P<0.05,**表示P<0.01,***表示P<0.001。

以上各项指标在哺乳期和成熟期2个阶段之间的变化幅度差异很大,差异比值介于1.04～3.06之间。其中哺乳期(1月龄)猪血小板的各项指标如PCT(3.06∶1)、PLT(2.14∶1)、MPV(1.29∶1)均明显高于成熟期,而且血小板的均匀度比成熟期好(PDW,1∶1.11),这都证明哺乳期(1月龄)猪骨髓的血小板生成功能优于成熟期,且其止血功能也优于成熟期。猪在哺乳期(1月龄)红细胞的各项指标低于成熟期,如HCT(1∶1.56)、Hb(1∶1.56)、RBC(1∶1.27)、MCV(1∶1.19)、MCHC(1∶1.04),在人类儿童期也有这种现象,其原因是儿童生长发育迅速而造血原料相对不足,RBC数量和Hb可较正常人低10%～20%。参与机体新陈代谢的指标如TG(1.71∶1)、CHOL(1.37∶1)、GLU(1.30∶1)、TBILI(2.78∶1)都是哺乳期高于成熟期。这不同于人类相关指标的趋势。有报道称,西藏小型猪多数血液生理生化指标随着发育阶段的不同而发生变化,有的呈递增趋势,有的呈递减趋势[2],这与本试验得到的结论相类似。这些都充分说明在哺乳期与成熟期2个不同发育时期,猪血液生理生化指标有不同的指数标准。

在杜洛克猪、军牧1号白猪与中国实验小型猪3个猪种之间,共有7项生理指标和7项生化指标存在差异,占总指标数的50.00%。其中杜军之间差异指标有8项,杜小之间差异指标有9项,军小之间差异指标有11项。各项指标的差异比值介于1.03～2.18之间。其中差异比值较大的是TBILI(1∶2.18∶1.87)、TG(1∶1.22∶1.58)和ALP(1∶1.45∶1.39)。

RBC、 Hb、HCT是反映红细胞的3个主要指标,为保证组织呼吸需要,RBC数量多,Hb量高可以加强机体运动机能。在行为学方面,中国实验小型猪机警好动,运动量大,杜洛克猪与军牧1号白猪是经过长期选育的瘦肉率猪种,运动能力低,运动量小。中国实验小型猪的RBC、 Hb和HCT 3个指标同时处在3个猪种的较高水平,这些红细胞指标差异与这3个猪种的行为学特点相吻合。

CREA是动物肌肉活动的代谢产物,每20 g肌肉代谢可产生1 mg CREA。在肌肉中,肌酸主要通过不可逆的非酶脱水反应缓缓地形成CREA,再释放到血液中,几乎全部随尿排出。S.A.Stimpson等[3]在检测小鼠的尿液与肌肉CREA含量的试验中证明,99%的CREA会随尿液排出,而且尿液CREA含量与小鼠的肌肉含量呈强相关,相关系数r=0.959 0(P<0.000 1)。H.Doornenbal等[2]研究指出,CREA与猪的背膘厚、眼肌脂肪、瘦肉率及骨率呈强相关。因此,血液CREA、尿液CREA与体内肌肉总量关系非常密切。在人类也用测量尿液中CREA的方法来衡量运动员肌肉量、运动能力,医学临床上也把检测白血病患者的尿液CREA作为体内肌肉含量的一个指标[4]。本试验中,3个猪种CREA的差异比值是1.09∶1.17∶1(杜∶军∶小),证明军牧1号白猪的瘦肉率最高,中国实验小型猪的瘦肉率最低。TG是机体重要的功能物质和储能物质,该指标能反映体内脂类代谢水平与脂类含量。3个猪种间TG差异比值为1∶1.22∶1.58,中国实验小型猪TG明显高于其他2个品种,这与中国小型猪体内脂类代谢较旺盛、背膘厚、肌间脂肪含量高相关。本试验3个猪种的CHOL差异比值为1∶1.07:1.16,中国实验小型猪最高。W.Kapelanski等[5]研究发现,在猪的肥育阶段前后血清CHOL含量有很大变化(93.17, 110.56 mg/dL),并与猪瘦肉率、脂肪率相关。M.J.Uddin等[6]研究发现,在SSC11和SSC17染色体上有2个与TG相关且具有印迹效应的数显性状基因座(QTL),在SSC2上有与高胆固醇相关的QTL。这都证明了血清中的CREA、TG和CHOL水平的高低是受遗传控制的,这3个指标既可以显示不同猪种的遗传差异,又可以在猪种选育中作为瘦肉率或脂肪率的间接选择性状,降低直接选择瘦肉率的选择成本。

本试验结果发现,血液WBC和RDW 2个指标不受品种、发育阶段和性别等任何因素影响,说明这2项指标对维持猪的基本生命特征非常重要,始终维持稳定水平。另外,本试验结果中,杜洛克猪的TBILI和ALP含量远远低于其他2个猪种,其原因目前尚不清楚,有待进一步验证和研究。

参考文献

[1]顾为望,刘运忠,张嘉宁,等.西藏小型猪血液生理生化指标的初步研究[J].中国实验动物学报,2007,15(1):60-63.

[2]DOORNENBAL H,TONG A K,SATHER A P.Relationships a-mong serum characteristics and performance and carcass traits ingrowing pigs[J].J Anim Sci,1986,62(6):1675-1681.

[3]STIMPSON S A,TURNER S M,CLIFTON L G,et al.Total-bodycreatine pool size and skeletal muscle mass determination by creatine-(methyl-d3)dilution in rats[J].J Appl Physiol,2012,112(11):1940-1948.

[4]NOORI N,KOVESDY C P,BROSS R,et al.Novel equations to es-timate lean body mass in maintenance hemodialysis patients[J].AmJ Kidney Dis,2011,57(1):130-139.

[5]KAPELANSKI W,GRAJEWSKA S,BOCIAN M,et al.Relationsbetween blood serum biochemical indicators and weight gain and fatand lean meat content of carcass in pigs[J].Anim Sci Pap Rep,2004,22(4):429-434.

[6]UDDIN M J,DUYDO N,CINAR M U,et al.Detection of quantita-tive trait loci affecting serum cholesterol,LDL,HDL,and triglycer-ide in pigs[J].BMC Genet,2011,12:62.

差异性发育 篇2

1 材料和方法

1.1 动物

2007年10—12月份在大足黑山羊保种场选择营养良好、体态匀称、健康的经产未孕大足黑山羊20只, 年龄3～5岁, 体重25～40 kg。试验羊按免疫程序注射疫苗, 试验前驱虫, 每日给料3次, 中午精料、早晚2次喂青草, 自由采食, 饮水清洁、充足, 圈舍每周定期消毒1次, 试验羊连续观察20 d后开始试验。

1.2 方法

1.2.1 B 超探察方法

选用HS-2000便携式兽用B超 (频率为7.5 MHz、线阵探头) 进行直肠探察。山羊站立保定, 清除直肠内粪便, 用混有润滑剂的温水灌肠, 探头上涂偶合剂, 缓慢将探头伸入直肠并打开B 超, 在直肠内寻找膀胱, 然后以膀胱为基准, 左右上下旋转移动探头寻找子宫、卵巢, 找到后固定图像, 用电子刻度尺进行测量和计数。

1.2.2 B 超探察内容

通过外阴部和生理活动观察, 结合公羊试情法和B超探察卵泡发育情况, 确定大足黑山羊发情周期、发情持续期和排卵时间。以大足黑山羊发情开始记为0小时, 分别在0, 12, 24, 36, 48, 60, 72小时用 B超观察羊只卵巢卵泡变化, 从第4天开始每天观察1次, 直到下一次发情, 连续观察2个发情周期, 每次分别记录左、右卵巢募集卵泡、优势卵泡和排卵卵泡的直径、数量及卵巢大小。

1.3 统计学分析

每天用B超探察左、右卵巢各3次, 用SPSS14.0软件分别统计发情周期左、右卵巢募集卵泡、优势卵泡、排卵卵泡的个数、直径和卵巢大小, 以undefined表示, 以配对t检验和独立t检验分析左、右卵巢卵泡个数和直径的差异。

2 结果

2.1 卵泡的超声图像特征 (见图1)

A.募集卵泡;B.优势化卵泡;C.排卵卵泡。

B超探察卵巢时, 卵泡充满了液体, 它能吸收超声波使其在B超显示器上表现为黑色 (无回声) , 而卵泡壁图像为亮区 (强回声) , 卵泡壁和卵巢的界线分明。根据卵泡大小、数量、出现时间和形状, 将卵泡分为募集卵泡、优势卵泡和排卵卵泡。图1A表示募集卵泡, 直径为2～4 mm, 卵泡数量较多, 形状不太规则;图1B表示优势卵泡, 数量显著减少 (卵泡闭锁) , 直径增长快, 一般大于6 mm;图1C表示排卵卵泡, 直径大于6 mm, 形状近似圆形, 卵泡壁变薄。

2.2 大足黑山羊的发情周期和发情持续期 (见图2)

如图2所示, 20只大足黑山羊发情周期最长23 d, 最短20 d, 发情周期主要集中在21 d (占60.0%) , 20只羊发情周期平均为 (20.9±0.8) d。发情持续期最长48 h, 最短18 h, 发情持续期平均为 (32.7±6.8) h, 发情后排卵时间为 (28.5±3.1 ) h。

2.3 发情周期募集卵泡数及卵泡直径 (见图3, 4)

注:字母不相同表示差异显著 (P<0.05) 。

大足黑山羊左卵巢募集的卵泡数平均为 (9.0±1.0) 枚, 右卵巢平均募集卵泡数为 (7.9±1.1) 枚。左卵巢募集卵泡直径平均为 (3.6±0.6) mm, 右卵巢募集卵泡平均直径为 (3.6±0.5) mm。左卵巢募集的卵泡数显著多于右卵巢募集的卵泡数 (P<0.05, n=20) , 但左卵巢募集卵泡直径与右卵巢募集卵泡直径无显著差异 (P>0.05, n1=177, n2=158) 。

2.4 发情周期优势卵泡

大足黑山羊左卵巢优势卵泡数平均为 (4.5±1.1) 枚, 右卵巢 (3.7±0.9) 枚。左卵巢优势卵泡直径平均为 (7.3±0.9) mm, 右卵巢卵泡平均直径为 (6.7±1.7) mm。左卵巢优势卵泡数极显著多于右卵巢 (P<0.01, n=20) , 但左、右卵巢优势卵泡直径无显著差异 (P>0.05, n1=91, n2=75) 。

2.5 发情周期排卵卵泡

大足黑山羊左卵巢排卵数平均为 (1.5±0.7) 枚, 右卵巢为 (1.2±0.4) 枚。左卵巢排卵直径平均为 (6.4±1.7) mm, 右卵巢为 (6.6±1.1) mm。左、右卵巢排卵数差异显著 (P<0.05, n=20) , 但左、右卵巢排卵卵泡直径无显著差异 (P>0.05, n1=30, n2=25) 。

2.6 大足黑山羊左、右卵巢大小

大足黑山羊左卵巢大小为 (24.9×14.5) mm, 右卵巢为 (23.5×14.1) mm。左卵巢比右卵巢稍大, 但差异不显著 (P>0.05, n=84) 。

3 讨论

动物品种是影响左、右卵巢卵泡发育的重要因素。沼泽型水牛左卵巢排卵机率为77.8%, 猪左侧卵巢排卵机率为55%～60%, 马左侧卵巢排卵机率为55%, 但萨能山羊右侧卵巢排卵机能较强, 为55%～57%, 大足黑山羊左卵巢募集卵泡、优势卵泡和排卵卵泡数目多于右侧卵巢, 与沼泽型水牛、猪、马的情况相同, 但与萨能山羊有一定差异。据报道, 沼泽型水牛排卵优势卵泡出现在左卵巢的机率占77.8%[2], 而娟珊牛右侧卵巢的排卵机率为55%～60%[3], 这种差异也说明了左、右卵巢卵泡发育差异与品种有关。关于大足黑山羊左、右卵巢排卵机率差异的具体原因, 初步分析可能是由于卵巢大小不同所引起, 大足黑山羊左卵巢 (24.9×14.5) mm比右卵巢 (23.5×14.1) mm稍大;另一种可能原因是左、右卵巢离腹主动脉距离不同, 影响了血液供应, 使左右卵巢得到的营养不同, 引起卵巢大小不同。

另外, 山羊每次排卵数目依品种和胎次不同而有差异, 胎次较多者排卵数也较多, 3～5胎的排卵率最高, 以后逐渐下降。排卵率与营养也有很大关系。

试验证实大足黑山羊发情周期为 (20.9±0.8) d, 发情后排卵时间为 (28.5±3.1) h, 发情持续期平均为 (32.7±6.8 ) h, 这对大足黑山羊发情后配种具有指导作用。山羊卵子排出后运动到输卵管需要6 h左右, 精子从阴道运动到输卵管需要12 h左右, 可见大足黑山羊发情最佳配种时间是在发情后18～24 h。掌握大足黑山羊最佳配种时间对提高配种受胎率有重要意义。

参考文献

[1]MEDAN MS, WATANABE G, SASAKI K, et al.Ovarian dynam-ics and their associations with peripheral concentrations of gonadotro-pins, ovarian steroids, and inhibin during the estrous cycle in goats[J].Biol Reprod Biology of Reproduction, 2003, 69 (1) :57-63.

[2]韦英明, 刘瑞鑫, 周虚, 等.沼泽型水牛发情周期卵泡发育波的发育动态观察[J].中国畜牧杂志, 2006, 42 (19) :21-23.

差异性发育 篇3

玉米雌穗的发育与产量密切相关,对于雌穗的研究具有重要的意义。本研究以玉米未成熟雌穗为材料进行全基因组扫描,对差异基因进行更深入的研究,为寻求雌穗早期发育关键基因并探求雌穗早期发育机理奠定了基础。

1 材料与方法

1.1 材料

1.1.1 实验材料

玉米自交系X178由中国农业大学许启凤教授提供。按照可见叶数、叶龄指数等指标进行不同发育时期雌穗的选取(生长锥伸长期、小穗分化期、小花分化期和花器官分化期)[5]。去除苞叶的雌穗经液氮迅速冷冻后放入-70°C冰箱保存备用。芯片购自美国Arizona大学,版本为1.8。每套芯片包括58 000个寡聚核苷酸探针并设有正负对照。

1.1.2 试剂

cDNA标记试剂盒购自Invitrogen公司,liquick block和荧光染料均购自Amersham公司。引物由生工生物有限公司合成。其他生化试剂均为进口或国产分析纯。

1.2 方法

1.2.1 玉米雌穂RNA的提取

由于未成熟雌穗含有大量的多糖,我们采用改进的热酚法提取雌穂RNA[6]。

1.2.2 芯片杂交设计

按照M.Kathleen Kerr提出的环式[7]设计将不同发育时期的玉米雌穗进行两两杂交,前一个发育时期的材料用CY3荧光标记,后一个发育时期的材料用CY5荧光标记(生长锥伸长期与花器官分化期这组杂交材料相反),每组杂交做了两个生物学重复(表1、图1)。

1.2.3 芯片杂交

芯片水合并紫外交联固定后即可用于杂交实验。按照实验设计分别将用于每组杂交的RNA样本进行反转录。用Cy3和Cy5分别对两个纯化的单链cDNA进行荧光标记,之后对荧光染料标记效率进行检测。55℃水平水浴进行芯片杂交。

注:8组杂交试验中,5～8为1～4的生物学样本重复实验。

Note:In all hybridization experiments, 5-8 are biology repeats for 1-4 respectively.

注:生长锥伸长期、小穗分化期、小花分化期和花器官分化期分别用S1、S2、S3和S4来表示。箭头所对样品用CY5标记,箭尾所用样品用CY3标记。

Note:S1,S2,S3 and S4 means four developmental processes of maize ear.Each arrow represents one competitive hybridization and the arrow head points to Cy5 labeled cDNA.

1.2.4 扫描与数据分析

杂交芯片经洗涤后立即进行扫描。利用GenePix6.0软件标记无效点后提取有效数据。将从GenePix 6.0中输出的杂交原始数据输入到LIMMA中,杂交信号值扣除背景影响后进行标准化。分别采用 print-tip group loess方法和整体平均值法进行片内和片间的标准化。我们遵循两个原则来挑选统计学上有意义的差异基因,第一P值要小于0.05,第二差异要在1.5倍以上。

1.2.5 Real-Time PCR 验证

将差异基因进行定量PCR验证。把用DNase 处理过的RNA反转录后作为Real-Time PCR模板,用SYBR Green染料进行DNA荧光标记。采用相对定量的方法在Applied Biosystems 7900HT定量PCR仪上进行定量。反应体系为20μL,每个样品至少有3个重复,同时还有无模板对照做为阴性对照。用一个表达稳定的 Tubulin(MZ00013385)作为内部参照,用计算平均值的方法来降低系统误差。通过软件生成的溶解曲线来检验扩增产物是否单一,是否有杂带和二聚体的产生。将软件分析结果以EXCEL格式输出,采用ΔΔCt法来计算表达差异,表达倍数= -ΔΔCt。这里ΔΔCt=[Ct 待测基因(未知样品) - Ct内参基因(未知样品)]-[Ct待测基因 (校正样品) - Ct内参基因 (校正样品)]。

1.2.6 RNA 原位杂交

按照叶龄指数、可见叶数等指标田间取材。所取材料同样为用于芯片杂交的四个时期的雌穗。材料包埋后修块、切片。42℃展台展片,展片后把载玻片放到47℃温箱内粘片。将测序后鉴定为阳性的克隆大提质粒并酶切线性化。以线性化的质粒为模板,在SP6或T7 RNA聚合酶的作用下合成反义探针并按试剂盒操作沉淀探针。将粘好材料的片子进行脱蜡,42℃与探针杂交过夜。洗涤并检测,显色之后用TE溶液终止反应,100%乙醇漂洗并拍照[8]。

2 结果与分析

2.1 芯片杂交图

将8组样本按照实验设计方案杂交。在每组杂交扫描图上,大部分杂交信号为黄色点,表示杂交的两个样本表达量相等。扫描图中也出现少数的红点和绿点,表示参与杂交的两个样本在RNA水平上表达有所不同。研究发现基因MZ00018572在四组杂交中出现的颜色分别为黄色、红色、黄色、绿色。这一变动在重复实验中再次出现(图2)。

注:A的两个杂交样本为S1S2期的雌穗,B的两个杂交样本为S2S3期的雌穗,C的两个杂交样本为S3S4期的雌穗,D的两个杂交样本为S4S1期的雌穗。E、F、G、H分别为A、B、C、D的生物学样本重复。箭头所示杂交点为MZ00018572。

Note:The two samples in A are ears at S1 and S2.The two samples in B are ears at S2 and S3.The two samples in C are ears at S3 and S4 and the two samples in D are ears at S4 and S1.E、F、G、H are biology repeats of A、B、C、D respectively and the arrow head points to MZ00018572.

2.2 定量PCR验证杂交结果

杂交结束后,进行标准化分析,经片内标准化和片间标准化后,发现MZ00018572在雌穗发育的几个关键时期呈差异表达。MZ00018572从生长锥伸长期到小穗分化期表达稳定,小穗分化期到小花分化期表达量上调,小花分化期到后续发育阶段继续稳定表达。MZ00018572的基因注释为MYB基因,将该基因在雌穗早期不同发育阶段的差异表达进行定量PCR验证,证实该基因在雌穗早期发育过程中确实在不同的发育阶段差异表达(表2)。

2.3 原位杂交分析

将MZ00018572进行原位杂交分析,在图3中可以看到,MZ00018572的表达信号在雌穂的生长点、成对的小穗中都可以看到,当雌穂发育到小花分化期后,可以看到该基因的表达明显增强。该基因在这个发育阶段的表达集中在雌蕊原基和雄蕊原基上。这种表达量的变化与前面的芯片以及定量PCR的结果是一致的。到了花丝伸长期,在整个花丝中都可以看到此基因的表达,而在颖片中该基因无表达。

注:A-D:MZ00018572(MYB转录因子)在雌穂不同发育阶段的原位杂交结果;E-H:负对照;A为生长锥伸长期的玉米雌穂,B为小穗分化期的玉米雌穂,C为小花分化期的玉米雌穂, D是处于花器官分化期的玉米雌穂;SP:小穗(spikelets pairs);St,雄蕊原基 (stamen primordium);Sp, 雌蕊原基(silk primordium);O,子房(ovary);Gi, 内颖(inner glume);Go, 外颖(outer glume);S,花丝(silk);Bars:(A, E) 50μm;(B-D, F-H) 200 μm。

Note:A–D:Expression pattern of the MZ00018572 during ear differential developmental processes;E-H:hybridization with sense probe of MZ00018572 as a negative control.A:Ears at stage 1;B:ears at stage 2;C:a part of ears at stage 3;D:a part of ears at stage 4.SP, spikelets pairs;St, stamen primordium;Sp, silk primordium;O,ovary;Gi, inner glume;Go, outer glume;S, silk;Bars:(A,E) 50μm;(B-D, F-H) 200 μm.

3 讨论

前人研究表明一些MYBs 优先在植物生殖器官中表达并且在其发育中起着一定的作用。Song S报道 MYB基因可以通过与JA途径的基因互做来影响拟南芥的花发育[9]。在苜蓿花器官的发育过程中,一个MYB-LIKE 基因的表达随着花器官发育的不同阶段有所变化[10]。在对番茄的研究中发现, MYB基因可以通过控制侧生分生组织的形成、影响花器官形态建成或者通过应影响细胞延伸的方式来影响番茄的果实发育[11,12,13]。在与玉米同样属于禾本科作物的水稻中,文献报道该类转录因子可以通过控制淀粉与糖的水平或者作为GA的下游应答因子来调控水稻花粉的发育[14,15,16],有的MYB因子的缺失甚至直接导致小穗的不育[17]。

差异性发育 篇4

有研究表明,我国大学生的体格存在着较大的地区差异[7,8],这些地区差异主要与城乡、气温、纬度、民族等有关。本研究将探讨社会经济及自然环境因素对我国大学生体格的影响,并比较性别的差异。

1 对象与方法

1.1 对象

选取上海市某大学2001 年9 月入学的全部新生2 990 名,剔除不满17岁、体育系、生长发育有缺陷、有疾病史的学生以及少数民族学生,获有效样本2 524名(男生838名, 女生1 686名) 。

1.2 方法

1.2.1 资料来源

资料来源于某大学定期健康检查卡及学生家庭情况登记卡。纬度[9]、气温、降水量[10,11,12,13,14]及海拔[15,16,17]是研究对象进入大学前居住市(县)政府所在地的数据资料, 气温及降水量均采用年平均值。

1.2.2 体格发育指标测量

使用无锡衡器厂ZT-120型数码体重-身高计,每次测定前均对器材进行校正。身高精确到0.1 cm,体重精确到0.1 kg。被测定者均脱鞋、身穿内衣测量。调查员均为经过培训的专业人员。

1.2.3 方法

分析家庭人均收入与男女体格的关系。体格指标是指一年级入学时学生的身高、体重及BMI[体重(kg)/身高(m2)]。出生地域是大学生入学前的家庭住所。以这个住所为基础,将出生地域的属性划分为城乡、纬度、海拔、气温及降水量5个因素。

1.2.4 统计分析

单因素分析: 每一种因素对体格造成的性别差异根据男女比(男性/女性)进行分析与讨论。有关城乡因素是城市与农村的体格差的比。有关人均收入、纬度、气温及降水量是根据一元回归方程得到的体格增加量的比。

多因素分析: 以身高、体重以及BMI作为因变量,城乡因素、家庭人均收入、纬度、气温及降水量为自变量进行多元回归分析,建立多元回归模型。根据多元回归方程的回归系数的比来分析体格的性别差异。身高及体重采用Z分进行分析。分析模型为以下5种:

模型1因素=城乡,家庭人均收入

模型2因素=城乡,家庭人均收入,纬度

模型3因素=城乡,家庭人均收入,气温

模型4因素=城乡,家庭人均收入,降水量

模型5因素=城乡,家庭人均收入,纬度,气温,降水量

以上统计处理均采用SPSS 12.0版。显著性水平以P<0.05为标准。

2 结果

2.1 一般情况

由表1可以看出,女生家庭人均收入显著性高于男生,但男、女生的自然环境因素间差异无统计学意义。

2.2 男女大学生体格发育的单因素分析

身高城乡差的男女比为1.89,随着平均收入的增加身高增加量的男女比为3.00,纬度、气温、降水量分别为1.31,0.99和1.33。总体来说,与城乡及家庭人均收入因素相比,纬度等自然环境因素的男女比较小。体重及BMI也显示了同样的倾向。见表2。

2.3 男女大学生体格发育的多因素分析

身高模型1~4的城乡因素及人均收入(家庭社会经济因素)的男女比要比纬度、气温及降水量(自然环境因素)大。模型5的城乡因素及人均收入的男女比要比纬度、气温及降水量的要小,但对纬度、气温及降水量男女双方总有一方在统计学上无意义。体重尽管也显示了同样的倾向,但对于人均收入来说,所有的模型均表明男女间差异不同时有统计学意义。BMI虽然也与身高显示了同样的倾向,但城乡因素及人均收入男女生间差异不同时有统计学意义。见表3。

注:*P<0.05。

注:根据平均收入,纬度,气温,降水量得到的体格增加量均由一元回归方程算出。

城乡因素及人均收入对身高、体重及BMI产生的回归系数比均大于1,表明对于男性而言,随着因素(社会经济)的变化增大,其对体格的影响也增大。纬度、气温及降水量的回归系数比,身高与1接近,体重及BMI在1~2的范围之内。因此,随着因素(自然环境)的变化造成的体格的变化,就身高而言,男女间差异无统计学意义,但体重及BMI男性略微大于女性。

注:(1)“-”表示此因素不包含在该模型中;(2)进入模型方法为进入法(Enter) ;(3) *表示男女不同时差异有统计学意义。

3 讨论

研究结果显示,与纬度、气温及降水量相比,城乡因素及人均收入对男女体格发育造成的差异要大;城乡因素及人均收入对身高、体重及BMI产生的影响男性大于女性,纬度、气温及降水量对体重及BMI产生的影响男性大于女性,但是对身高的影响差异无统计学意义。

Acheson等[18]报道,虽然家庭社会经济良好(根据父母职业判断)男性的身高在各个年龄阶段均比家庭经济条件差男性的身高要高,但女性却不存在这方面。Malina等[2]指出,社会经济因素(根据土地、职业等判断)对男性的体重影响较大,但对女性却几乎没有什么影响。与本研究的结果较为一致。

关于社会经济因素对体格产生的影响,Malina等[2]同时推测,就男性而言,社会经济因素的不同通过营养及疾病感染影响他们的生长发育;另外,学龄前儿童(2~6岁)的能量及蛋白质摄入量几乎不存在性别差异,但学龄儿童(7~14岁)的能量及蛋白质摄入量男性高于女性。因此,社会经济状况的差异可能导致男女营养素摄取的差异,进而影响体格发育的差异。Siniarska[19]推测,环境因素(社会经济因素)对女性的体格等的影响比男性要小,可能是由于自然选择原理造成的,因为当时(19世纪)女性的死亡率总体上比男性要高,因此只有那些非常健康的女性才能生存下来。在我国,男女平等的思想虽然已经家喻户晓,但女孩,特别是在农村,如果跟同等家庭情况的男孩相比,进入大学的机会可能要少得多。